Przeżywalność komórek bakterii immobilizowanych w kulkach pełnożelowych i kapsułkach z ciekłym rdzeniem podczas symulowanego tranzytu przez przewód pokarmowy

• Autorzy: Jasinska U.T. , Owczarek L. , Skapska S.

Warianty tytułu

EN

The survival of bacteria cells immobilized in gelled beads and capsules with a liquid core during a simulated gastrointestinal transit

• Języki publikacji: PL

Abstrakty

PL

Badano przeżywalność drobnoustrojów z rodzaju Bifidobacterium oraz bakterii fermentacji mlekowej (LAB) w kulkach pełnożelowych lub kapsułkach z ciekłym rdzeniem w warunkach symulowanego tranzytu przez górne odcinki przewodu pokarmowego – żołądek (pH 2) oraz jelito cienkie (pH 8). Immobilizację prowadzono metodą wibracyjną z użyciem alginianu sodu. Ustalono wysoką odporność wszystkich kultur, zarówno swobodnych, jak i immobilizowanych, na symulowany 240 min pasaż przez jelito cienkie, przy jednoczesnej dużej wrażliwości ogółu swobodnych komórek na warunki tranzytu przez żołądek. Żadne z badanych szczepów w formie swobodnych komórek nie przeżywały 180 min w środowisku pH 2. Po 90 minutach stwierdzono całkowitą inaktywację S. thermophilus TKM3, B. breve ATCC 15700 i B. breve KN65FP6- ERBEV, natomiast spadek komórek swobodnych w przypadku L. plantarum KKP384 wynosił 4,16 log, a B. infantis ATCC 15697 – 6,31 log. Immobilizacja bakterii, niezależnie czy w kapsułkach czy kulkach pełnożelowych, istotnie zwiększyła przeżywalność bakterii w symulowanym środowisku soku żołądkowego o pH 2. Najwyższą odporność wykazywał szczep L. plantarum KKP384 oraz B. infantis ATCC 15697. W przypadku szczepu L. plantarum KKP384 redukcja liczebności komórek bakterii w kapsułkach i w kulkach pełnożelowych po czasie 180 min wynosiła odpowiednio 1,28 log oraz 1,76 log. Nieco wyższy spadek liczebności stwierdzono w przypadku B. infantis ATCC 15697 – odpowiednio o 2,12 log i 2,64 log. Unieruchamianie bakterii w formule kapsułek zapewniało im lepszą ochronę na warunki panujące w środowisku pH 2 w porównaniu z formułą immobilizacji w kulkach z pełnego żelu.

EN

The survival of microorganism of Bifidobacterium sp. and lactic acid bacteria (LAB) in gelled beads or capsules with a liquid core under the conditions simulating the transit through the upper intestinal tract – stomach (pH 2) and small intestine (pH 8) has been examined. Immobilization was conducted by vibration method using sodium alginate. The high resistance of all cultures, both free and immobilized, during the simulated 240 min transit through small intestine was observed, with a great sensitivity of all free cells to the stomach transit conditions. None of the studied strains in the form of free cells survived 180 min at pH 2. After 90 min the total inactivation of S. thermophilus TKM3, B. breve ATCC 15700 and B. breve KN65FP6-FERBEV was noted, while the decrease of free cells of L. plantarum KKP384 was 4,16 log and B. infantis ATCC 15697 – 6,31 log. Cell immobilization, whether in capsules or in gelled beads, significantly increased the survival of bacteria in simulated conditions of stomach juice of pH 2. The most resistant were L. plantarum KKP384 and B. infantis ATCC 15697 strains. The decrease of cell number of L. plantarum KKP384 in capsules and in beads was 1.28 log and 1.76 log, respectively. Slightly higher decrease of cell number was noticed at B. infantis ATCC 15697 – 2.12 log and 2.64 log for capsules and beads, respectively. Immobilization of bacterial cells in capsules provided them better protection from the pH 2 environment compared to immobilization in gelled beads.

Słowa kluczowe

PL

bakterie kwasu mlekowego; bifidobakterie; immobilizacja komorek; przewod pokarmowy; metoda wibracyjna; alginian sodu

• Wydawca: -
• Czasopismo: Postępy Nauki i Technologii Przemysłu Rolno-Spożywczego
• Rocznik: 2016
• Tom: 71
• Numer: 4
• Opis fizyczny: s.72-88,tab.,fot.,bibliogr.

Twórcy

autor

Jasinska U.T.

• Zakład Technologii Przetworów Owocowych i Warzywnych, Instytut Biotechnologii Przemysłu Rolno-Spożywczego im.prof.Wacława Dąbrowskiego, ul.Rakowiecka 36, 02-532 Warszawa

autor

Owczarek L.

• Zakład Technologii Przetworów Owocowych i Warzywnych, Instytut Biotechnologii Przemysłu Rolno-Spożywczego im.prof.Wacława Dąbrowskiego, ul.Rakowiecka 36, 02-532 Warszawa

autor

Skapska S.

• Zakład Technologii Przetworów Owocowych i Warzywnych, Instytut Biotechnologii Przemysłu Rolno-Spożywczego im.prof.Wacława Dąbrowskiego, ul.Rakowiecka 36, 02-532 Warszawa

Bibliografia

• 1. Bakuła Z., Stachowiak R., Wiśniewski J., Granicka L., Bielecki J. (2013). Immobilizacja komórek – znaczenie biomedyczne. Post. Mikrobiol., 52, 3, 233-245
• 2. Balicki A. (2013). Podstawowe zagadnienia związane z pomiarem wielkości i rozkładu wielkości cząstek. Prace Instytutu Odlewnictwa, 1 (53), 3-12, doi: 10.7356/iod.2013.1
• 3. Bartkowiak A. Webinarium 2016, „Możliwości i ograniczenia zastosowania technologii mikrokapsułkowania w układach hydrożelowych”, https://www.youtube.com/watch?v=Im2Ei38vPhQ
• 4. Büchi Labortechnik AG, Flawil 1, Switzerland. (2013). Encapsulator B-390/B-395 Pro.
• 5. Burgain J., Gaiani C., Linder M., Scher J. (2011). Encapsulation of probiotic living cells: From laboratory scale to industrial applications. J. Food Eng., 104, 467-483, doi: 10.1016/j.jfoodeng.2010.12.031
• 6. Charteris W. P., Kelly P. M., Morelli L., Collins J. K. (1998). Development and application of an in vitro methodology to determine the transit tolerance of potentially probiotic Lactobacillus and Bifidobacterium species in the upper human gastrointestinal tract. J. Appl. Microbiol., 84, 759-768
• 7. Chopde S., Pawar N., Kele V., Sudhakar Changade S. (2014). Microencapsulation of probiotic bacteria of available Techniques, focusing on biomaterials – a review. Agri. Review, 35 (4): 287-294, doi:10.5958/0976-0741.2014.00916.7
• 8. Corbo M. R., Bevilacqua A., Gallo M., Speranza B., Sinigaglia M. (2013). Immobilization and microencapsulation of Lactobacillus plantarum: Performances and in vivo applications. Innovative Food Sci. Emerg. Technol., 18, 196-202, doi:10.1016/j.ifset.2012.12.004
• 9. Dembczyński R., Jankowski T. (2004). Unieruchamianie komórek drobnoustrojów metodą kapsułkowania – stan obecny i możliwości rozwoju tej metody. Żywność. Nauka. Technologia. Jakość, 4 (41), 5-17
• 10. De Prisco A., Maresca D., Ongeng D. i wsp. (2015). Microencapsulation by vibrating technology of the probiotic strain lactobacillus reuteri dsm 17938 to enhance its survival in foods and in gastrointestinal environment. LWT-Food Sci Technol, 61, 452-462, doi: 10.1016/j.lwt.2014.12.011
• 11. Davis J. G., Ashton T. R., McCaskill M. (1971). Enumeration and viability of L. bulgaricus and Str. thermophilus in yogurts. Dairy Ind., 36 (11), 569-573
• 12. Dubey R., Shami T. C., Rao K. U. B. (2009). Microencapsulation technology and applications. Defence Sci. J., 59 (1), 82-95, doi: http://dx.doi.org/10.14429/dsj.59.1489
• 13. El-Shafei K., El-Sayed H. S., Dabiza N., Sadek Z. I., Sharaf O. M. (2015). The effect of microencapsulation on protection of isolated urease-producing Streptococcus thermophilus against stress conditions. RJPBCS, 6 (3), 1573
• 14. Etchepare M. A., Barin J. S., Cichoski A. J., Jacob-Lopes E., Wagner R., Fries L. L. M. i wsp. (2015). Microencapsulation of probiotics using sodium alginate. Ciênc. Rural, 45, 1319-1326, doi.org/10.1590/0103-8478cr20140938
• 15. Fahimdanesh M., Mohammadi N., Ahari H., Khosravi Zanjani M.A., Hargalani F. Z., Behrouznasab K. (2012). Effect of microencapsulation plus resistant starch on survival of Lactobacillus casei and Bifidobacterium bifidum in mayonnaise sauce. African J. Microbiol. Res., 6 (40), 68, doi:10.5897/AJMR12 1240
• 16. Gbassi G. K., Vandamme T. (2012). Probiotic encapsulation technology: From microencapsulation to release into the gut. Pharmaceutics, 4 (1), 149-163, doi:10.3390/pharmaceutics4010149
• 17. Haffner F. B., Diab R., Pasc A. (2016). Encapsulation of probiotics: insights into academic and industrial approaches. AIMS Materials Science, 3 (1), 114-136, doi: 10.3934/matersci.2016.1.114
• 18. Hasiah A., Punnanee S., Suphitchaya Ch. (2014). Effect of encapsulation of selected probiotic cell on survival in simulated gastrointestinal tract condition. Songklanakarin J. Sci. Technol., 36 (3), 291-299
• 19. Kim S-J., Chob S. Y., Kim S. H., Song O. J., Shin II-S., Cha D. S., Park H. J. (2008). Effect of microencapsulation on viability and other characteristics in Lactobacillus acidophilus ATCC 43121. LWT – Food Sci. Technol., 3, 493-500, doi: 10.1016/j.lwt.2007.03.025
• 20. Klewicka E., Śliżewska K., Nowak A. (2014). Ocena przeżywalności bakterii Lactobacillus zawartych w preparacie probiotycznym podczas pasażu w symulowanym przewodzie pokarmowym. Żywność. Nauka. Technologia. Jakość, 6 (97), 170-181, doi: 10.15193/ZNTJ/2014/97/170-181
• 21. Lee Y. K., Heo R. T. (2000). Survival of Bifidobacterium longum immobilized in calcium alginate beads in simulated gastric juices and bile acid solution. Appl. Environ. Microbiol., 66, 869-873, doi: 10.1128/AEM.66.2.869-873.2000
• 22. Majkowska A., Bielecka M., Biedrzycka E. (2003). Selection of the probiotic strains of lactic acid bacteria stimulated by fructans in the presence of calcium. Pol. J. Food Nutr. Sci., 12 (53), SI 2, 64-68
• 23. Martin M. J., Lara-Villoslada F., Ruiz M. A., Morales M. E. (2015). Microencapsulation of bacteria: A review of different technologies and their impact on the probiotic effects. Innovative Food Sci. Emerging Technol., 27, 15-25, doi: 10.1016/j.ifset.2014.09.010
• 24. Mokarram R. R., Mortazavi S. A., Habibi Najafi M. B., Shahidi F. (2009). The influence of multi stage alginate coating on survivability of potential probiotic bacteria in simulated gastric and intestinal juice. Food Res. Intern., 42, 1040-1045, doi:10.1016/j.foodres.2009.04.023
• 25. Ozyurt V. H., Ötles S. (2014). Properties of probiotics and encapsulated probiotics in food. Acta Sci. Pol., Technol. Aliment., 13 (4), 413-424, doi: 10.17306/J.AFS.2014.4.8
• 26. Rzepkowska A., Zielinska D., Kołożyn–Krajewska D. (2015). Przeżywalność szczepów Lactobacillus wyizolowanych z żywności w warunkach modelowych przewodu pokarmowego. Żywność. Nauka. Technologia. Jakość, 3 (100), 42-52, doi: 10.15193/zntj/2015/100/038
• 27. Sun W., Griffith M. W. (2000). Survival of bifidobacteria in yogurt and simulated gastric juice following immobilization in gellan-xanthan beads. Int. J. Food Microbiol., 61, 17-25
• 28. Trabelsi I., Bejar W., Ayadi D., Chouayekh H., Kammoun R., Bejar S., Salah R. B. (2013). Encapsulation in alginate and alginate coated-chitosan improved the survival of newly probiotic in oxgall and gastric juice. Int. J. Biol. Macromol., 61, 36-42, doi:10.1016/j.ijbiomac.2013.06.035
• 29. (a) Yeung T. W., Arroyo-Maya I. J., McClements D. J., Sela D. A. (2016). Microencapsulation of probiotics in hydrogel particles: enhancing Lactococcus lactis subsp. cremoris LM0230 viability using calcium alginate beads. Food Funct., 7, 1797- 1804, doi: 10.1039/C5FO00801H
• 30. (b) Yeung T. W., Üçok E. F., Tiani K. A., McClements D. J. (2016). Microencapsulation in alginate and chitosan microgels to enhance viability of Bifidobacterium longum for oral delivery. Front Microbiol., 7, 494, doi:10.3389/fmicb.2016.00494
• 31. Zanjani M. A. K, Tarzi B. G., Sharifan A., Mohammadi N. (2014). Microencapsulation of probiotics by calcium alginate-gelatinized starch with chitosan coating and evaluation of survival in simulated human gastro-intestinal condition. Iran J Pharm Res, 13 (3), 843-852