Pierwsza charakterystyka szczepów Xanthomonas arboricola pv. juglandis wyizolowanych z orzecha włoskiego w Polsce

• Autorzy: Kaluzna M. , Pulawska J. , Sobiczewski P.

Warianty tytułu

EN

First chracterization of Xanthomonas arboricola pv. juglandis strains isolated from walnut in Poland

• Języki publikacji: PL

Abstrakty

PL

Xanthomonas arboricola pv. juglandis (Xaj) jako sprawca bakteryjnej zgorzeli orzecha włoskiego nie został dotychczas wykryty i zidentyfikowany w Polsce. Tymczasem znane z opisów literaturowych objawy tej choroby są obserwowane na drzewach orzecha włoskiego zarówno w sadach, jak i nasadzeniach przydrożnych i przydomowych, od lat. Izolacje z próbek pobranych z chorych liści i owoców w Wielkopolsce (Ostrzeszów), na Górnym Śląsku (Zawady) oraz w okolicach Skierniewic pozwoliły na uzyskanie 17 izolatów bakterii o morfologii podobnej do Xaj. DNA 12 spośród tych izolatów było amplifikowane ze starterami X1 i X2, specyficznymi dla bakterii rodzaju Xanthomonas. W teście patogeniczności na niedojrzałych owocach orzecha włoskiego izolaty te powodowały typowe symptomy chorobowe, tzn. czarne nekrotyczne plamy, obejmujące prawie całą grubość perykarpu. Wybrane cechy fenotypowe potwierdziły przynależność izolatów do Xaj. Wyniki analiz genetycznych (PCR MP oraz ERIC-, BOX-, REP-PCR) wskazały na wysokie podobieństwo badanych izolatów do szczepu referencyjnego CFBP 7179 X. a. pv. juglandis.

EN

Xanthomonas arboricola pv. juglandis (Xaj) as the causal agent of bacterial walnut blight has not been discovered and identified in Poland yet. However, symptoms of this disease well known from literature are observed on Persian walnut trees, both in orchards and small home gardens as well as along roads for many years. Isolations from samples of symptomatic leaves and fruits collected in 3 regions (Wielkopolska, Upper Silesia and Skierniewice area) gave 17 bacterial isolates with morphology resembling Xaj. DNA of 12 of them were amplified with X1 and X2 primers specific for genus Xanthomonas. In pathogenicity test the on unripe walnut fruits those isolates caused typical symptoms i.e. black necrotic lesions covering almost all thickness of the pericarp. Selected phenotypic characters confirmed their affinity to Xaj. Results of genetic analyses (PCR MP and ERIC-, BOX-, REP-PCR) indicate high similarity of the studied isolates to the reference strain CFBP 7179 of X. a. pv. juglandis.

Słowa kluczowe

PL

orzech wloski; choroby roslin; bakteryjna zgorzel orzecha wloskiego; czynniki chorobotworcze; bakterie chorobotworcze; Xanthomonas arboricola pv.juglandis; szczepy bakteryjne; izolacja; identyfikacja; diagnostyka; lancuchowa reakcja polimerazy

EN

walnut; plant disease; pathogenic factor; pathogenic bacteria; Xanthomonas arboricola pv.juglandis; bacterial strain; isolation; identification; diagnostics; polymerase chain reaction

• Wydawca: -
• Czasopismo: Zeszyty Problemowe Postępów Nauk Rolniczych
• Rocznik: 2010
• Tom: 554
• Opis fizyczny: s.35-40,bibliogr.

Twórcy

autor

Kaluzna M.

• Instytut Sadownictwa i Kwiaciarstwa im.Szczepana Pieniążka, ul.Pomologiczna 18, 96-100 Skierniewice

autor

Pulawska J.

autor

Sobiczewski P.

Bibliografia

• Aljanabi S.M., Martinez I. 1997. Universal and rapid salt-extraction of high quality genomic DNA for PCR-based techniques. Nucleic Acids Res. 25: 4692-4693.
• Barionovi D., Scortichini M. 2008. Integron variability in Xanthomonas arboricola pv. juglandis and Xanthomonas arboricola pv. pruni strains. FEMS Microb. Lett. 288: 19-24.
• Du Plessis H.J., Van Der Westhuizen T.J. 1995. Identification of Xanthomonas campestris pv. juglandis from (Persian) English walnut nursery trees in South Africa. J. Phytopath. 143: 449-454.
• Kałużna M., Puławska J., Sobiczewski P. 2010. The use of PCR melting profile for typing of Pseudomonas syringae isolates from stone fruit trees. Eur. J. Plant Pathology 126: 437-443.
• King E.O., Ward M.K., Raney D.E. 1954. Two simple media for the demonstration of pyocyanin and fluorescein. J. Lab. Med. 44: 301-307.
• Lee Y.A., Hildebrandt D.C., Schroth M.N. 1992. Use of quinate metabolism as a phenotypic property to identify members of Xanthomonas campestris DNA homology group 6. Phytopath. 82: 971-973.
• Lelliott R.A., Stead D.E. 1987. Methods for the diagnosis of bacterial diseases of plants. Blackwell Scientific Publications for the British Society of Plant Pathology. Oxford, UK.
• Loreti S., Gallelli A., Belisario A., Wajnberg E., Corazza L. 2001. Investigation of genomic variability of Xanthomonas arboricola pv. juglandis by AFLP analysis. Eur. J. Plant Path. 107: 583-591.
• Louws F.J., Fulbright D.W., Stephens C.T., De Bruijn F.J. 1994. Specific genomic fingerprints of phytopathogenic Xanthomonas and Pseudomonas pathovars and strains generated with repetitive sequences and PCR. Appl. Environ. Microbiol. 60: 2286-2295.
• Maes M. 1993. Fast classification of plant-associated bacteria in the Xanthomonas genus. FEMS Microbiol. Letters 113: 161-166.
• Masny A., Płucienniczak A. 2003. Ligation mediated PCR peiformed at low denaturation temperatures-PCR melting profiles. Nucleic Acids Res. 31(18): 114.
• Mcneil D.L., Romero S., Kandula J., Stark C., Stewart A., Larsen S. 2001. Bacteriophages: A Potential Biocontrol Agent Against Walnut Blight (Xanthomonas campestris pv. juglandis). Hort. Pathol. Plant Protection 54: 220-224.
• Mulrean E.N., Schroth M.N. 1981. A semiselective medium for the isolation of Xanthomonas camprestris pv. juglandis from walnut buds and catkins. Phytopat. 71: 336-339.
• Scortichini M., Marchesi U., Di Prospero P. 2001. Genetic diversity of Xanthomonas arboricola pv. juglandis (synonyms: X. campestris pv. juglandis; X. juglandis pv. juglandis) strains from different geographical areas shown by repetitive polymerase chain reaction genomic fingerprinting. J. Phytopath. 149: 325-332.
• Suslow T.V., Schroth M.N., Isaka M. 1982. Application of a rapid method for gram differentiation of plant pathogenic and saprophytic bacteria without staining. Phytopathology 72: 917-918.
• Vauterin L., Swings J., Kersters K. 1991. Grouping of Xanthomonas campestris pathovars by SDS-PAGE of proteins. J. Gen. Microbiol. 137: 1677-1687.
• Versalovic J., Koeuth T., Lupski J.R. 1991. Distribution of repetitive DNA sequences in Eubacteria and application to fingerprinting of bacterial genomes. Nucleic Acids Res. 19: 6823-6831.
• Versalovic J., Schneider M., De Bruijn F.J., Lupski J.R. 1994. Genomic fingerprinting of bacteria using repetitive sequence-based polymerase chain reaction. Methods in Mol. Cell. Biol. 5: 25-40.
• Waugh R., Bonar N., Baird E., Thomas B., Graner A., Hayes P., Powell W. 1997. Homology of AFLP products in three mapping populations of barley. Mol. Gen. Genet. 255: 311-321.