Wpływ składu hormonalnego pożywek na mikrorozmnażanie koniczyny białej (Triforium repens L.)

• Autorzy: Dolinski R. , Malec A.

Warianty tytułu

EN

Influence of medium hormonal composition on micropropagation of white clover (Trifolium repens L.)

• Języki publikacji: PL

Abstrakty

PL

Wierzchołki pędów o długości 5-10 mm, wycięte ze sterylnych siewek dwóch odmian koniczyny białej (Romena i Wota), wyłożono do szalek Petriego na 12 pożywkach indukcyjnych. Zawierały one składniki zmodyfikowanej pożywki MS (z witaminami pożywki B5 i czterokrotnym stężeniem mikroelementów) i różniły się stężeniem hormonów (od 0 do 0,6 mg∙dm-3 NAA i od 0 do 6 mg∙dm-3 BAP). Szalki umieszczono na półkach w pokoju hodowlanym. Po czterech tygodniach oceniono indukcję organogenezy i przełożono eksplantaty na pożywkę regeneracyjną. Była to pożywka MS z witaminami pożywki B5 uzupełniona 0,04 mg∙dm-3 NAA i 0,4 mg∙dm-3 BAP. Regenerację pędów oceniono po 28 dniach. Odcięte rozetki liściowe umieszczono w półstężonej pożywce MS uzupełnionej NAA (od 0 do 0,4 mg∙dm-3). Po trzech tygodniach oceniono ukorzenienie pędów, 30 roślin wysadzono do doniczek z ziemią ogrodniczą i poddano procesowi hartowania. Pąki wierzchołkowe badanych odmian koniczyny indukowane pożywką bez hormonów wytwarzały pojedyncze pędy. Odmiana Romena wytworzyła najwięcej pędów (6,43) po indukcji organogenezy na pożywce zawierającej 4 mg∙dm-3 BAP i 0,6 mg∙dm-3 NAA, odmiana Wota miała największy współczynnik mnożenia (5,89) na pożywce z 2 mg∙dm-3 BAP i 0,4 mg∙dm-3 NAA. Przebieg ukorzeniania pędów zależał od stężenia NAA w pożywkach ukorzeniających. Na wszystkich etapach mikrorozmnażania obserwowano dużą zmienność wewnątrzodmianową. Młode rośliny koniczyny dobrze znosiły proces hartowania.

EN

The shoot tips (5-10 mm) cut off from the sterile seedlings of two white clover cultivars (Romena and Wota) were placed onto the Petri dishes filled with 12 types of induction medium. They contained the components of modified MS medium (with B5 medium vitamins and 4-times higher levels of microelements); they only differed with the hormone concentrations (from 0 to 0.6 mg∙dm-3 NAA and from 0 to 6 mg∙dm-3 BAP). The Petri dishes were placed on the shelves in the cultivation room. After 4 weeks, the organogenesis induction was assessed, then explants were transferred on the regeneration medium consisting of MS medium with B5 medium vitamins completed with 0.04 mg∙dm-3 NAA and 0.4 mg∙dm-3 BAP. The shoot regeneration was assessed after 28 days. Cut leaf rosettes were placed in the semi-concentrated MS medium supplied with NAA (from 0 to 0.4 mg∙dm-3). The shoot rooting was estimated after 3 weeks. Thirty seedlings were set into the pots filled with horticultural soil and subjected to hardening process. The shoot tips of white clover induced with the medium without hormones produced individual shoots. Romena cv. produced the largest number of shoots (6.43) after organogenesis induced by the medium containing 4 mg∙dm-3 BAP and 0.6 mg∙dm-3 NAA, while Wota cv. was characterized by the highest reproduction coefficient (5.89) on the medium with 2 mg∙dm-3 BAP and 0.4 mg∙dm-3 NAA. The shoot rooting process depended on NAA concentration in the rooting mediums. A significant intra-cultivar variability was observed at all stages of micropropagation. Young white clover plants well survived the hardening process.

Słowa kluczowe

PL

auksyny; cytokininy; koniczyna biala; mikrorozmnazanie; odmiany roslin; pedy wierzcholkowe; pozywki; regeneracja roslin; rozmnazanie roslin; Trifolium repens; zawartosc hormonow

EN

auxin; cytokinin; white clover; micropropagation; plant cultivar; apical shoot; medium; plant regeneration; plant propagation; Trifolium repens; hormone content

• Wydawca: -
• Czasopismo: Zeszyty Problemowe Postępów Nauk Rolniczych
• Rocznik: 2009
• Tom: 542
• Numer: 1
• Opis fizyczny: s.117-127,tab.,bibliogr.

Twórcy

autor

Dolinski R.

• Instytut Genetyki, Hodowli i Biotechnologii Roślin, Uniwersytet Przyrodniczy w Lublinie, ul.Akademicka 15, 20-950 Lublin

autor

Malec A.

Bibliografia

• Barnett O.W., Gibson P.B., Seo A. 1975. A comparison of heat treatment meristem- tip culture for obtaining virus free plants of Trifolium repens. Plant Dis. Rep. 59: 834-837.
• Bhojwani S.S. 1981. A tissue culture method for propagation and low temperature storage of Trifolium repens genotypes. Physiol. Plant. 52: 187-190.
• Broniarz J. 2000. Analiza postępu krajowej hodowli odmian roślin motylkowych drobnonasiennych. Hod. Rośl. Nasien. (kwartalnik) 3: 16-23.
• Cebrat J., Kruczkowska H., Miszke W., Pawłowska H., Skucińska B. 1990. Micropropagation of red clover (Trifolium pratense) from flover heads. Acta. Biol. Crac., Ser. Bot. 32: 235-242.
• Cheyne V.A., Dale P.J. 1980. Shoot tip culture in forage Legumes. Plant Sci. Lett. 19: 303-309.
• Coboru 2007. Motylkowe drobnonasienne. Lista Opisowa Odmian. Rośliny Rolnicze. Słupia Wielka: 117-130.
• Coboru 2008. Lista odmian roślin rolniczych i warzywnych wpisanych do krajowego rejestru w Polsce. Słupia Wielka: 1-148.
• Davies A. 1992. White clover. Biologist 39(4): 129-133.
• Doliński R. 2004. Ocena polskich odmian koniczyny czerwonej pod względem zdolności do somatycznej embriogenezy. Biotechnologia 2(65): 123-130.
• Gibson P.B., Cope W.A. 1985. White clover, w: Clover Science and Technology. Taylor N.L. (Ed.) Agronomy Monograph. Amer. Soc. Agronomy. Madison, W.I. 25: 471-490.
• Gresshoff P.M. 1980. In vitro culture of white clover: callus, suspension, protoplast culture and plant regeneration. Bot. Gaz. (Chicago) 141(2): 157-164.
• Murashige T., Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with Tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15: 473-497.
• Oktaba W. 1981. Elementy statystyki matematycznej i elementy doświadczalnictwa. PWN Warszawa: 160-172.
• Oswald T.H., Smith A.E., Phillips D.V. 1977. Callus and plantlet regeneration from cell cultures of Ladino clover and soybean. Physiol. Plant. 39: 129-134.
• Parrott W.A., Collins G.B. 1982/1983. Callus and shoot tip culture of eight Trifolium species in vitro with regeneration via somatic embryogenesis of T. rubens. Plant Sci. Lett. 28: 189-194.
• Pederson G.A. 1986. In vitro culture and somatic embryogenesis of four Trifolium species. Plant Sci. 45: 101-104.
• Pelletier G., Pelletier A. 1971. Culture in vitro de tissus de trefle blanc (Trifolium repens); variabilite des plantes regenerees. Ann. Amelior. Plantes 21(2): 221-233.
• Phillips G.C., Collins G.B. 1979. In vitro tissue culture of selected legumes and plant regeneration from callus cultures of red clover. Crop Sci. 19: 59-64.
• Rybczyński J.J. 1991. Regeneracja roślin w kulturach in vitro niektórych gatunków rodziny Fabaceae. Rozprawy Naukowe i Monografie. Wydawnictwo SGGW, Warszawa: 1-55.
• Webb K.J., Woodcock S., Chamberlain D.A. 1987. Plant regeneration from protoplasts of Trifolium repens and Lotus corniculatus. Plant Breeding 98: 111-118.
• White D.W.R., Greenwood D. 1987. Transformation of the forage legume Trifolium repens L. using binary Agrobacterium vectors. Plant. Mol. Biol. 8: 461-469.
• Zając T. 2003. Koniczyna biała, w: Szczegółowa uprawa roślin. T. 2. Z. Jasińska, A. Kotecki (Red.), Wrocław: 179-183.