Effect of culture form, sucrose and iron on blue honeysuckle shoot proliferation

• Autorzy: Dziedzic E.

Warianty tytułu

PL

Wpływ formy kultury pożywki, cukru oraz chelatu żelaza na mnożenie pędów jagody kamczackiej w warunkach in vitro

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

W doświadczeniu porównano wpływ formy pożywki (dwufazowa lub stała), rodzaju cukru (glukoza lub sacharoza), chelatu żelaza (FeEDTA lub FeEDDHA) na mnożenie pędów kilku odmian jagody kamczackiej w warunkach in vitro. Na pożywkach dwufazowych uzyskano większy przyrost świeżej masy roślin w porównaniu do pożywek stałych. W przypadku pożywek stałych rodzaj zastosowanego cukru nie miał wpływu na przyrost świeżej masy, w przeciwieństwie do pożywek dwufazowych, gdzie zastosowanie sacharozy w pożywce w znaczący sposób przyczyniło się do większego przyrostu świeżej masy pędów. Na pożywkach dwufazowych uzyskano również korzystniejsze namnożenie pędów. Po zastosowaniu w pożywce chelatu żelaza FeEDDHA odnotowano większą masę oraz liczbę pędów. Jednak wyższą zawartość chlorofilu oraz karotenoidów stwierdzono w tkankach roślin z pożywki zawierającej FeEDTA.

PL

The effect of the type of culture, sucrose and iron form included in the multiplication media for blue honeysuckle shoots was investigated. The double-phase medium culture produced more fresh plant mass compared to one-phase culture. In media supplemented with sucrose a higher increase of fresh mass was noted. All tested cultivars, except Atut, responded positively to the replacement in the medium of FeEDTA with FeEDDHA by the increasing of fresh mass. More pigments were estimated in shoots cultivated on the medium containing FeEDTA.

Słowa kluczowe

EN

blue honeysuckle; Lonicera caerulea var.kamtschatica; carotenoid; chlorophyll; double-phase culture; glucose; sucrose; shoot proliferation; culture type; iron; multiplication

• Wydawca: -
• Czasopismo: Zeszyty Problemowe Postępów Nauk Rolniczych
• Rocznik: 2009
• Tom: 536
• Opis fizyczny: p.73-80,ref.

Twórcy

autor

Dziedzic E.

• Department of Pomology and Apiculture, Faculty of Horticulture, Agricultural University, al.29 Listopada 54, 31-425 Krakow, Poland

Bibliografia

• Boonnour K., Wainwright H., Hicks R.G.T. 1988. The micropropagation of Lonicera periclymenum L. (Honeysuckle). Acta Hort. 226: 183-190.
• Borkowska B., Szczerba J., Kubik M. 1994. Gospodarka cukrami w kulturach pędowych wiśni odm. Lutówka. I Ogóln. Konf. „Zastosowanie kultur in vitro w fizjologii roślin”, Kraków 15-17 XII 1994: 11-17.
• Cao X., Fordham I., Douglass L., Hammerschlag F. 2003. Sucrose level influences micropropagation and gene delivery into leaves from in vitro propagated highbush blueberry shoots. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 75(3): 255-259.
• Debnath S.C. 2005. Effect of carbon source and concentration on development of lingonberry (Vaccinium vitis-idea L.) shoots cultivated in vitro from nodal explants. In Vitro Cellular and Developmental Biology Plant 41(2): 145-150.
• Dziedzic E. 2008. Propagation of blue honeysuckle (Lonicera caendea var. kamtschatica Pojark.) in in vitro culture. J. of Fruit and Ornamental Plant Research 16: 93-100.
• Karhu S.T. 1997a. Axillary shoot proliferation of blue honeysuckle. Plant, Cell, Tissue and Organ Culture 48: 195-201.
• Karhu S.T. 1997b. Rooting of blue honeysuckle microshoots. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 48: 153-159.
• Kolasiński M. 2007. Propagation of narrow-leaved variety of Standish honeysuckle (Lonicera standishii Jacques var. lancifolia Rehder) by softwood cuttings. Nauka, Przyroda, Technologia 1(3): 1-6.
• Lichtenthalter H.K., Buschmann C. 2001a. Extraction of photosynthetic tissues: Chlorophylls and Carotenoids. Current Protocols in Food Analytical Chemistry, Supplement 1: F4.2.1-F4.2.6.
• Lichtenthalter H.K., Buschmann C. 2001b. Chlorophylls and Carotenoids: Measurement and characterization by UV-VIS spectroscopy. Current Protocols in Foo Analytical Chemistry, Supplement 1: F4.3.1-F4.3.8.
• Litwińczuk W. 2000. Efficiency of double-phase medium in micropropagation of semi-dwarf apple rootstocks M26, MM106 and P14. J. of Fruit and Ornamental Plant Research 3-4: 97-106.
• Litwińczuk W. 2002. Propagation of black chokeberry (Aronia melanocarpa Elliot) through in vitro culture. Electronic Journal of Polish Agricultural Universities, series Horticulture 5(2).
• Murashige T., Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant 15(3): 473-497.
• Pasqual M., Cavalcante-Alves J.M., Chalfun N.N.J., Dutra L.F., Bianchi J.V. 2002. Influence of temperature and sucrose on in vitro proliferation of Pyrus calleryana. Acta Hort. 596: 453-455.
• Sedlák J., Paprštein F. 2007. In vitro propagation of blue honeysuckle. Hort. Sci. (Prague) 34(4): 129-131.
• Wang Q. 1991. Shoot multiplication of pear in double-phase medium culture. Acta Hort. 289: 349-350.
• Van Der Salm T.P.M., Van Der Toorn C.J.G., Hänisch Ten Cate C.H., Dubois L.A.M., Dik P. De Vries D.P., Dons H.J.M. 1994. Importance of the iron chelate formula for micropropagation of Rosa hybrida L. ‘Moneyway’. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 37: 73-77.
• Viseur J. 1987. Micropropagation of pear, Pyrus communis L in a double-phase culture medium. Acta Hort. 212: 117-124.
• Yu X., Reed B. 1993. Improved shoot multiplication of mature hazelnut (Corylus avellana L.) in vitro using glucose as a carbon source. Plant Cell Reports 12: 256-259.
• Zawadzka M., Orlikowska T. 2006. The influence of FeEDDHA in red raspberry cultures during shoot multiplication and adventitious regeneration from leaf explants. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 85(2): 145-149.