Wpływ krioprotektantów na przeżywalność i aktywność enzymatyczną wybranych szczepów bakterii

• Autorzy: Wierzba S.

Warianty tytułu

EN

Effect of cryoprotectants on the survival and enzymatic activity of the selected strains of bacteria

• Języki publikacji: PL

Abstrakty

PL

W pracy badano wpływ dimetylosulfotlenku (DMSO), hydroksyetyloskrobii (HES) i odtłuszczonego mleka na przeżywalność i aktywność enzymatyczną szczepów Bacillus subtilis i Pseudomonas fluorescens w procesie liofilizacji. Badane szczepy okazały się wrażliwe na liofilizację, a ich przeżywalność spadła o 3 rzędy logarytmiczne w przypadku braku czynnika ochronnego w pożywce. Spośród testowanych czynników ochronnych odtłuszczone mleko dało najniższą (2,1-3,8%), a mieszanina odtłuszczonego mleka z DMSO najwyższą przeżywalność (22,9-31,2%) Bacillus subtilis i Pseudomonas fluorescens po 6 miesiącach przechowywania. Również aktywność enzymatyczna szczepów była najwyższa po zastosowaniu mieszaniny odtłuszczonego mleka z DMSO.

EN

The effect of dimethyl sulphoxide (DMSO), hydroxyethyl starch HES and skimmed milk on survivability and enzymatic activity of Bacillus subtilis and Pseudomonas fluorescens strains in the freeze-drying process was investigated. Tested strains were found to be sensitive to freeze-drying, and their survival decreased more than 3 log units in the absence of protective freeze-drying medium. Out of the freeze-drying media tested, skimmed milk gave the lowest (2.1-3.8%) and skimmed milk with the DMSO the highest survival (22.9-31.2%) of Bacillus subtilis and Pseudomonas fluorescens after 6 months of storage. Also, the enzymatic activity of those strains was the highest after the application of skimmed milk with the DMSO.

Słowa kluczowe

PL

aktywnosc enzymatyczna; aktywnosc lipolityczna; aktywnosc proteolityczna; Bacillus subtilis; krioprotektanty; liofilizacja; przezywalnosc bakterii; Pseudomonas fluorescens; szczepy bakteryjne

EN

enzyme activity; lipolytic activity; proteolytic activity; Bacillus subtilis; cryoprotectant; lyophilization; bacterial survival; Pseudomonas fluorescens; bacterial strain

• Wydawca: -
• Czasopismo: Zeszyty Problemowe Postępów Nauk Rolniczych
• Rocznik: 2009
• Tom: 540
• Opis fizyczny: s.287-294,wykr.,bibliogr.

Twórcy

autor

Wierzba S.

• Katedra Biotechnologii i Biologii Molekularnej, Uniwersytet Opolski, ul.Kardynała Kominka 4, 45-035 Opole

Bibliografia

• Augustynowicz J., Szaraniec B., Kaszycki P., Kołoczek H. 2008. Wpływ trehalozy na procesy stabilizacji biocenoz biopreparatu przeznaczonego do degradacji związków ropopochodnych. Biotechnologia 3(1-2): 3-12.
• Bakaltcheva I., O’Sullivan A.M., Hmel P., Ogbu H. 2007. Freeze-dried whole plasma: Evaluating sucrose, trehalose, sorbitol, mannitol and glycine as stabilizers. Thrombosis Research 120: 105-116.
• Canavate J.P., Lubian L.M. 1995. Relationship between cooling rates, cryoprotectants and salinities in the cryopreservation of marine microalgae. Marine Biology 124: 325-334.
• Carvalho A.S., Silva J., Ho P., Texeira P., Makcata F.X., Gibbs P. 2002. Survival of freeze-dried Lactobacillus plantarum and Lactobacillus rhamnosus during storage in the presence of protectans. Biotechnology Letters 24: 1587-1591.
• Costa E., Usall N., Texido N., Garcia N., Vinas I. 2000. Effect of protective agents, rehydratation media and initial cell concentration on viability of Pantoea agglomerans strain CPA-2 subjected to freeze-drying. Journal of Applied Microbiology 89: 793-800.
• Dahmen H., Staub T.H., Schwinn F.J. 1983. Technique for long-term preservation of phytopathogenic fungi in liquid nitrogen. Phytopathology 73(2): 241-255.
• Dziugan P., Malinowska S., Włodarczyk M. 2005. Wpływ szoku zimna na liofilizację bakterii mlekowych i drożdży. Folia Univ. Agric. Stetin, Scientia Alimentaria 2006 (4): 77-86.
• Green P.N., Woodford S.K. 1992. Preservation studies on some obligately methanotrophic bacteria. Letters Applied Microbiology 14: 158-162.
• Hubalek Z. 2003. Protectants used in the cryopreservation of microorganisms. Cryobiology 46: 205-229.
• Ionita A., Moscovici M., Popa C., Vamanu A., Popa O., Diun L. 1997. Screening of yeast and fungal strains for lipolytic potential and determination of some biochemical properties of microbial lipases. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic 3: 147-151.
• Kirsop B.E., Henry J. 1984. Development of a miniaturized cryopreservation method for the maintenance of a wide range of yeasts. Cryo-Letters 5: 191-200.
• Koch S., Eugster-Meier E., Oberson G., Meile L., Lacroix C. 2008. Effects of strains and growth conditions on autolytic activity and survival to freezing and lyophilization of Lactobacillus delbrueckii ssp. lactis isolated from cheese. International Dairy Journal 18: 187-196.
• Markarian S.A., Bonora S., Bagramyan K.A., Arakelyan V.B. 2004. Glass-forming property of the system diethyl sulphoxide/water and its cryoprotective action on Escherichia coli survival. Cryobiology 49: 1-9.
• Markarian S.A., Poladyan A.A., Kirakosyan G.R., Trchounian A.A., Bagramyan K.A. 2002. Effect of dimethylosulphoxide on growth, survival and ion exchange of Escherichia coli. Letters in Applied Microbiology 34: 417-421.
• Miyamoto-Shinohara Y., Imaizumi T., Sukenobe J., Murakami Y., Kawamura S., Komatsu Y. 2000. Survival rate of microbes after freeze-drying and long-term storage. Cryobiology 41: 251-255.
• Miyamoto-Shinohara Y., Sukenobe J., Imaizumi T., Nakahara T. 2006. Survival curves for microbial species stored by freeze-drying. Cryobiology 52: 27-32.
• Palmfeldt J., Radstrom P., Hahn-Hagerdal H. 2003. Optimization of initial cell concentration enhances freeze-drying tolerance of Pseudomonas chlororaphis. Cryobiology 47: 21-29.
• PN-C-04615-03 1975. Bad. mikrobiologiczne. Oznaczanie liczby bakterii metodą płytkową: 2 ss.
• Trzmiel T. 1994. Wpływ pH i temperatury hodowli na biosyntezę niektórych poza- komórkowych enzymów u Bacillus subtilis IBTC-3. Biotechnologia 2(25): 21-31.
• Wolfe J., Bryant G. 2001. Cellular Cryobiology: thermodynamic and mechanical effects. International Journal of Refrigeration 24: 438-450.
• PN-C-04615-03 1975. Bad. mikrobiologiczne. Oznaczanie liczby bakterii metodą płytkową: 2 ss.