The effect of prepared activating liquid on the survivability of ide Leuciscus idus (L.) embryos

• Autorzy: Kucharczyk D. , Gomulka P. , Krejszeff S. , Zarski D. , Targonska K.

Warianty tytułu

Wpływ rodzaju przygotowanego płynu aktywującego na przeżywalność embrionów jazia Leuciscus idus (L.)

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

A preliminary examination was carried out into the effect that various activating liquids have on the survivability of ide Leuciscus idus (L.) embryos. It was found to be similar (54–59%) in four study groups; the embryo survivability was found to have decreased (44%) only in the group where non-sterilised tap water was used for gamete activation. A negative correlation was found between water conductivity, salinity and sperm motility. A positive correlation was found between water conductivity, salinity and embryo survivability. A negative correlation between the sperm motility and the survivability of ide embryos at the eyed-egg stage shows that the fertilisation result is more affected by the duration of sperm movement than by the percentage of motile sperm.

PL

Przeprowadzono wstępne badania wpływu różnych płynów aktywujących na przeżywalność embrionów jazia Leuciscus idus (L.). Stwierdzono, że w czterech grupach badawczych nie różniła się ona między sobą (54–59%). Jedynie w grupie, w której do aktywacji gamet użyto niesterylizowanej wody kranowej, odnotowano obniżenie przeżywalności embrionów (44%). Wykazano ujemną korelację między przewodnością wody oraz jej zasoleniem a ruchliwością plemników. Stwierdzono także dodatnią korelację między przewodnością wody i jej zasoleniem a przeżywalnością embrionów. Ujemna korelacja między ruchliwością plemników a przeżywalnością embrionów jazia w stadium zaoczkowania świadczy o większym wpływie na wyniki zapłodnienia czasu ruchu plemników niż odsetka ruchliwych plemników.

• Wydawca: -
• Czasopismo: Polish Journal of Natural Sciences
• Rocznik: 2010
• Tom: 25
• Numer: 2
• Opis fizyczny: p.200-208,fig.,ref.

Twórcy

autor

Kucharczyk D.

• Department of Lake and River Fisheries, University of Warmia and Mazury in Olsztyn, Oczapowskiego 5, 10-957 Olsztyn, Poland

autor

Gomulka P.

autor

Krejszeff S.

autor

Zarski D.

autor

Targonska K.

Bibliografia

• AMANZE D., IYENGAR A. 1990. The micropyle: a sperm guidance system in teleost fetilization. Development, 109: 495–500.
• BABIAK, I., GLOGOWSKI, J., KUJAWA, R., KUCHARCZYK, D., MAMCARZ, A. 1998. Cryopreservation of asp, Aspius aspius (L.) sperm. Progr. Fish-Cult., 60: 146–148.
• BRUNO D.W., MUNRO A.L.S. 1986. Observations on Renibacterium salmoninarum and the salmonid egg. Dis. Aquat. Org., 1: 83–87.
• BULLOCK G.L., STUCKEY H.M., MULCAHY D. 1978. Coryaebacterial kidney disease: Egg transmission following iodophore disinfection. Fish Health News, 7: 51–52.
• BULLOCK G.L., STUCKEY H.M. 1987. Studies of vertical transmission of Aeromonas salmonicida. Prog. Fish Cult., 49: 302–302.
• CEJKO B.I., KOWALSKI R.K., KUCHARCZYK D., TARGOŃSKA K., KREJSZEFF S., ŻARSKI D., GLOGOWSKI J. 2010. Influence of the length of time after hormonal stimulation on selected parameters of milt of ide Leuciscus idus L. Aquacult. Res., 41: 804–813.
• COSSON J., GROISON A.L., SUQUET M., FAUVEL C., DREANNO C., BILLARD R. 2008. Marine fish spermatozoa: racing ephemeral swimmers. Reproduction, 136: 277–294.
• CZECZUGA B., MUSZYŃSKA E. 1999. Aquatic fungi growing on percid fish eggs (Percidae) in Poland. Pol. J. Environ. Stud., 8(1): 31–34.
• CZECZUGA B., MUSZYŃSKA E., WOSSUGHI G., KAMALY A., KIZIEWICZ B. 1999. Aquatic fungi growing on the eggs of several species acipenserid fishes. Acta Ichthyol. Et Piscat., 25(2): 71–79.
• EVELYN T.P.T., KETCHESON J.E., PROSPERI-PORTA L. 1984. Further evidence for the presence of Renibacterium salmoninamm in salmonid eggs and the failure of providoneiodine to reduce the intra-ovum infection rate in waterhardened eggs. J. Fish Dis., 7: 173–182.
• EVELYN T.P.T., PROSPERI-PORTA L., KETCHESON J.E. 1986. Experimental intra-ovum infection of salmonid eggs with Renibacterium salmoninarum and vertical transmission of the pathogen with such eggs despite their treatment with erythromycin. Dis. Aquat. Org., 1: 197–202.
• GLOGOWSKI J., BABIAK I., KUCHARCZYK D., LUCZYNSKI M., PIROS B. 1999. Some properties of bream Abramis brama L. sperm and its cryopreservation. Aquacult. Res., 30: 765–772.
• KOWALSKI R., GLOGOWSKI J., KUCHARCZYK D., GORYCZKO K., DOBOSZ S., CIERESZKO A. 2003. Proteolytic activity and electrophoretic profiles of proteases from seminal plasma of teleost. J. Fish Biol., 63: 1008–1019.
• KREJSZEFF S., KUCHARCZYK D., KUPREN K., TARGOŃSKA K., MAMCARZ A., KUJAWA R., KACZKOWSKI Z., RATAJSKI S. 2008. Reproduction of chub, Leuciscus cephalus L., under controlled conditions. Aquacult. Res., 39: 907–912.
• KREJSZEFF S., TARGOŃSKA K., ŻARSKI D., KUCHARCZYK D. 2009. Domestication affects spawning of the ide (Leuciscus idus) – preliminary study. Aquaculture, 295: 145–147.
• KUCHARCZYK D. 1999. Genetic inactivation of ide (Leuciscus idus L.) sperm using UV irradiation. Cytobios, 392: 149–158.
• KUCHARCZYK D., KUJAWA R., ŁUCZYŃSKI M., GLOGOWSKI J., BABIAK I., WYSZOMIRSKA E. 1997a. Induced spawning in bream, Abramis brama (L.), using carp and bream pituitary extract and hCG. Aquacult. Res., 28: 139–144.
• KUCHARCZYK D., KUJAWA R., MAMCARZ A., WYSZOMIRSKA E. 1997b. Artificial spawning in bream (Abramis brama L.). Pol. Arch. Hydrobiol., 44: 203–207.
• KUCHARCZYK D., KUJAWA R., MAMCARZ A., WYSZOMIRSKA E. 1997c. Induced spawning in rudd (Scardinius erythrophthalmus L.). Pol. Arch. Hydrobiol., 44: 207–211.
• KUCHARCZYK D., ŁUCZYŃSKI M., KUJAWA R., CZERKIES P. 1997d. Effect of temperature on embryonic and larval development of bream (Abramis brama L.). Aquat. Sci., 59: 214–224.
• KUCHARCZYK D., ŁUCZYŃSKI M., KUJAWA R., KAMIŃSKI R., ULIKOWSKI D., BRZUZAN P. 1998. Influences of temperature and food on early development of bream (Abramis Brama L.). Arch. Hydrobiol., 141: 243–256.
• KUCHARCZYK D., KUJAWA R., MAMCARZ A., TARGOŃSKA-DIETRICH K., WYSZOMIRSKA E., GLOGOWSKI J., BABIAK I., SZABO T. 2005. Induced spawning in bream (Abramis brama L.) using pellets containing GnRH. Czech J. Anim. Sci., 50(3): 89–95.
• KUCHARCZYK D., TARGOŃSKA K., HLIWA P., GOMUŁKA P., KWIATKOWSKI M., KREJSZEFF S., PERKOWSKI J. 2008a. Reproductive parameters of common carp (Cyprinus carpio L.) spawners during natural season and out-of-season spawning. Reprod. Biol., 8(3): 285–289.
• KUCHARCZYK D., TARGOŃSKA K., ŻARSKI D., KUJAWA R., MAMCARZ A. 2008b. A review of the reproduction biotechnology for fish from the genus Leuciscus. Arch. Pol. Fish., 16(4): 319–340.
• KUCHARCZYK D., TARGOŃSKA K., PRUSIŃSKA M., KREJSZEFF S., KUPREN K., KUJAWA R., MAMCARZ A. 2008c. Reproduction of Buenos Aires tetra (Hemigrammus caudovittatus) under controlled conditions. Pol. J. Nat. Sc., 23(4): 858–865.
• KUCHARCZYK D., TARGOŃSKA K., ŻARSKI D., KREJSZEFF S., KUPREN K., LUCZYNSKI, M.J., SZCZERBOWSKI A. 2010. The reproduction of tetra neon, Paracheirodon innesi (Myers 1936), under controlled conditions. Pol. J. Nat. Sc., 25: 81–92.
• KUJAWA R., MAMCARZ A., KUCHARCZYK D. 1997. Effect of temperature on embryonic development of asp (Aspius aspius L.). Pol. Arch. Hydrobiol., 44: 139–143.
• KUJAWA R., KUCHARCZYK D., MAMCARZ A. 1999. A model system for keeping spawners of wild and domestic fish before artificial spawning. Aquacult. Eng., 20: 85–89.
• KUJAWA R., KUCHARCZYK D., MAMCARZ A. 2009. The effect of tannin concentration and egg unsticking time on the hatching success of tench Tinca tinca (L.) larvae. Rev. Fish Biol. Fish., (in press).
• KUPREN K., MAMCARZ A., KUCHARCZYK D., PRUSIŃSKA M., KREJSZEFF S. 2008. Influence of water temperature on eggs incubation time and embryonic development of fish from genus Leuciscus. Pol. J. Natur. Sc., 23(2): 461–481.
• LAHNSTEINER F., BERGER B., WEISMANN T. 2003. Effect of media, fertilization technique, extender, straw volume and sperm to egg ratio on hatchability of cyprinid embryos, using cryopreserved semen. Theriogenology, 60: 829–841.
• LEE E.G.H., EVELYN T.P.T. 1989. Effect of Renibacterium salmoninarum levels in the ovarian fluid of spawning Chinook salmon on the prevalence of the pathogen in their eggs and progeny. Dis.Aquat. Org., 7: 179–184.
• ŁUCZYŃSKI M.J., GLOGOWSKI J., KUCHARCZYK D., ŁUCZYŃSKI M., DEMSKA-ZAKĘŚ K. 1997. Gynogenesis in northern pike (Esox lucius L.) induced by heat shock – Preliminary data. Pol. Arch. Hydrobiol., 44: 25–32.
• RODINA M., COSSON J., GELA D. AND LINHART O. 2004. Kurokura solution as immobilization solution for spermatozoa of tench (Tinca tinca L.). Aquacult. Int., 12: 119–131.
• RURANGWA E., ROELANTS I., HUYSKENS G., EBRAHIMI M., KIME D.E., OLLEVIER F. 1998. The minimum effective spermatozoa: Egg ratio for artificial insemination and the effects of mercury on sperm motility and fertilisation ability in Clarias gariepinus. J. Fish Biol., 53: 402–413.
• RURANGWA E., KIME D.E., OLLEVIER F., NASH J.P. 2004. The measurement of sperm motility and factors affecting sperm quality in cultured fish. Aquaculture, 234: 1–28.
• SZCZERBOWSKI A., KUCHARCZYK D., MAMCARZ A., ŁUCZYŃSKI M.J., TARGOŃSKA K., KUJAWA R. 2009. Artificial off-season spawning of Eurasian perch Perca fluviatilis L.. Arch. Pol. Fish., 17: 95–98.
• TARGOŃSKA K., KUCHARCZYK D., MAMCARZ A., GLOGOWSKI J., KREJSZEFF S., PRUSIŃSKA M., KUPREN K. 2008a. Influence of individual variability in the percentage of motile spermatozoa and motility time on the survival of embryos of chosen fish species. Pol. J. Natur. Sc., 23(1): 178–187.
• TARGOŃSKA K., ŻARSKI D., KUCHARCZYK D. 2008b. A review of the artificial reproduction of asp, Aspius aspius (L.) and nase, Chondrostoma nasus (L.). Arch. Pol. Fish., 16(4): 341–354.
• YOUSIF A.N., ALBRIGHT L.J., EVELYN T.P.T. 1994. In vitro evidence for the antibacterial role of lysozyme in salmonid eggs. Dis. Aquat. Org., 19: 15–19.
• ŻARSKI D., TARGOŃSKA K., RATAJSKI S., KACZKOWSKI Z., KUCHARCZYK D. 2008. Reproduction of nase, Chondrostoma nasus (L.) under controlled conditions. Arch. Pol. Fish., 16(4): 355–362.
• ŻARSKI D., KUCHARCZYK D., TARGOŃSKA K., JAMRÓZ M., KREJSZEFF S., MAMCARZ A. 2009. Application of Ovopel, Ovaprim and their combination in artificial reproduction of two rheophilic cyprinid fishes. Pol. J. Natur. Sc., 24(4): 235–244.
• ŻARSKI D., KUCHARCZYK D., SASINOWSKI W., TARGOŃSKA K., MAMCARZ A. 2010. The influence of temperature on successful reproduction of burbot Lota lota L. under hatchery conditions. Pol. J. Nat. Sc., 25: 93–105.