Zmiany aktywności enzymów antyoksydacyjnych podczas regeneracji kalusa bobiku (Vicia faba L. minor)

• Autorzy: Skrzypek E. , Szechynska-Hebda M. , Dabrowska G.

Warianty tytułu

EN

Changes of anioxidative enzyme activities during regeneration of field bean (Vicia faba L. minor) callus

• Języki publikacji: PL

Abstrakty

PL

W pracy określono zmiany aktywności enzymów antyoksydacyjnych podczas różnicowania i regeneracji kalusa bobiku w kulturach in vitro. Badania prowadzono na dwóch rodzajach kalusa: regenerującym, otrzymanym z niedojrzałych zarodków i nieregenerującym, otrzymanym z dojrzałych zarodków. Eksplantaty oraz 3 tygodniowy kalus bobiku, zdolne do regeneracji produkowały większe ilości nadtlenku wodoru (H₂O₂) w porównaniu z eksplantatami i kalusem nieregenerującym. W ciągu kolejnych 7 dni prowadzenia kultury ilość H₂O₂ utrzymywała się na stałym poziomie, a następnie gwałtownie wzrastała niezależnie od zdolności regeneracyjnych kalusa. Aktywności enzymów antyoksydacyjnych: dysmutazy ponadtlenkowej (SOD), katalazy (CAT) i peroksydazy (POD) były wyższe w eksplantatach i kalusie regenerującym po 3 tygodniach indukcji, w porównaniu z eksplantatami i kalusem nieregenerującym. Aktywności te zmieniały się również w zależności od warunków hodowli, modyfikujących różnicowanie kalusa. Warunki stymulacji regeneracji (temperatura 4°C) i inhibicji (temperatura 30°C) istotnie zwiększały aktywność SOD, CAT i POD w komórkach kalusa nieregenerującego, w porównaniu z kalusem rosnącym w temperaturze 25°C. Kalus regenerujący rosnący w 25°C charakteryzował się większą aktywnością SOD i POD niż kalus nieregenerujący. Ich aktywność stopniowo malała do 7 dnia prowadzenia kultury, a w kolejnych dniach ponownie wzrastała. Aktywność CAT w kalusie regenerującym i nieregenerującym utrzymywała się na porównywalnym poziomie do 14 dnia prowadzenia kultury, następnie jej aktywność malała w kalusie regenerującym, a znacząco wzrastała w kalusie niezdolnym do regeneracji. Z przeprowadzonych badań wynika, że zdolność tkanek do regeneracji zależy od stanu fizjologicznego komórek i może mieć bezpośredni związek z produkcją nadtlenku wodoru i reaktywnych form tlenu. Zmiany aktywności enzymów oraz ilości endogennego H₂O₂ w badanych tkankach sugerują, że H₂O₂ może być jednym z czynników stymulującym regenerację.

EN

The aim of the experiment was to determine changes in antioxidative enzyme activities during the differentiation and regeneration of field bean in the tissue culture. The experiment was carried out with two types of callus: regenerable, obtained from immature embryos and non-regenerable, obtained from mature embryos. Explants and 3-week-old callus of field bean, able to regenerate, produced more hydrogen peroxide (H₂O₂) than explants and callus not able to regenerate. During the next 7 days of culture, the amount of H₂O₂ was constant and then sharply increase independently of the regeneration abilities of calli. Activities of antioxidative enzymes: superoxidase dismutase (SOD), catalase (CAT) and peroxidase (POD) were higher in regenerable explants and callus after 3 weeks of induction as compared to explants and nonregenerable callus. These activities also changed in relation to the culture condition, which modified callus differentiation. Both conditions: stimulating (4°C) and inhibiting (30°C) regeneration increased the activities of SOD, CAT and POD in non-regenerable callus as compared to callus grown at 25°C. Regenerating callus grown at 25°C had a higher activity of SOD and POD, than non-regenerating one. Their activities decreased till day 7 of the culture, and again increased in the subsequent days of the culture. CAT activity in callus able and not able to regenerate was on the same level till day 14 of the culture. Than, the activity of CAT decreased in regenerable callus and significantly increased in non-regenerable ones. The conducted experiment showed that the abilities of tissues to regenerate depended on the physiological state of cells and might be correlated with the production of hydrogen peroxide and reactive oxygen species. Changes of antioxidative enzyme activities and endogenous H₂O₂ level in the examined tissues suggest that hydrogen peroxide might be one of the factors stimulating regeneration.

• Wydawca: -
• Czasopismo: Zeszyty Problemowe Postępów Nauk Rolniczych
• Rocznik: 2007
• Tom: 523
• Opis fizyczny: s.213-221,wykr.,bibliogr.

Twórcy

autor

Skrzypek E.

autor

Szechynska-Hebda M.

autor

Dabrowska G.

Bibliografia

• AEBI H. 1984. Catalase in vitro. Metch. Enzymol. 105: 121-12.
• BRADFORD M. 1976. A rapid and sensitive method for the quantitation of microprogram quantitaties of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72: 248-254.
• CORTELAZZO A.L., MARAIC M.F., JOSELEAU J.P. 1996. Changes in peroxidases in suspension culture of Rubrus fructicosus during growth. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 46: 27-33.
• DE MARCO A., GUZZARDI P., JAMET E. 1999. Isolation of tobacco isoperoxidases accumulated in cell suspension culture medium and characterisation of activities related to cell wall metabolism. Plant Physiol. 120: 371-381.
• DE MARCO A., ROUBELAKIS-ANGELAKIS K.A. 1996. The complexity of enzymic control of hydrogen peroxide may affect the regeneration potential of plant protoplasts. Plant Physiol. 110: 137-145.
• DE VRIES S.C. 1992. Secreted proteins as modulators of plant embryogenesis, w: Procesy różnicowania w kulturach tkanek i komórek roślinnych. Szweykowska A. 1994, Prace Ogrodu Botanicznego PAN 5/6: 9-18.
• GAZARYAN I.G., LAGRIMINI L.M., ASHBY G.A., THORNELEY R. 1996. The mechanism of indolile-3-acetic acid oxidation by plant peroxidases: anaerobic stopped-flow spectrophotometric studies on horsedish and tobacco peroxidases. Biochem. J. 313: 841-847.
• HOU B., YU H., TENG S. 1997. Effects of low temperature on induction and differentiation of wheat calluses. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 49: 35-38.
• ISHIKAWA T., TAKEDA T., SHIGEOKA S., HIRAYAMA O., MITSUNAGA T. 1993. Hydrogen peroxide generation in organelles of Euglena gracilis. Phytochemistry 33: 1297-1299.
• JIMÉNEZ V.M., BANGERTH F. 2001. Endogenous hormone levels in explants and in embryogenic and non-embryogenic cultures of carrot. Physiol. Plant. 111: 389-395.
• KAIRONG C., GENGSHENG X., XINMIN L., GENGMEI X., YAFU W. 1999. Effect of hydrogen peroxide on somatic embryogenesis of Lycium barbanum L. Plant Sci. 146: 9-16.
• LI W.Z., SONG Z.H., GUO B.T., XU L.J. 2001. The effects of DNA hypomethylating drugs on androgenesis in barley (Hordeum vulgare L.). In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant. 37: 605-608.
• LIBIK M., KONIECZNY R., PATER B., ŚLESAK I., MISZALSKI Z. 2005. Differences in the activities of some antioxidant enzymes and in H₂O₂ content during rhizogenesis and somatic embryogenesis in callus cultures of the ice plant. Plant Cell Rep. 23(12): 834-41.
• LIMAM F., CHAHED K., OUELHAZI N., GHRIR R., OUELHAZI L. 1998. Phytohormones regulation of isoperoxidases in Catharanthus roseus suspention culture. Phytochemistry 49: 1219-1225.
• LÜCK 1962. Methoden der enzymatisch en Analyse. Verlag Chemie, GmbH Weinheim: 895-897.
• MCCORD J.M., FIODOVICH I. 1969. Superoxide dismutase an enzymic function for erytrocuperein (hemocuperein). J. Biol. Chem. 244: 6049-6055.
• MURASHIGE T., SKOOG F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15: 473-497.
• PAPADAKIS A.K., ROUBELAKIS-ANGELAKIS A. 1999. The generation of active oxygen species differs in tobacco and grapevine mesophyll protoplasts. Plant Physiol. 121: 197-205.
• PRAMANIK S., RAYCHAUDHURI S.S., CHAKRABORTY S. 1996. Changes in esterase and superoxide dismutase isosymes during in vitro morphogenesis in Plantago ovata Forssk. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 44: 123-127.
• RACCHI M., TERRAGNA C. 1993. Catalase izozymes are useful markers of differentiation in maize tissue cultures. Plant Sci. 93: 195-202.
• TREJO-TAPIA G., AMAYA U.M., MORALES G.S., SANCHEZ A.J., BONFIL B.M., RODRIGUEZ-MONROY M., JIMENEZ-APARICIO A. 2002. The effect of cold-pretreatment and carbon source on anther culture of rice. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 71: 41-46.
• VRANOVA E., INZE D., VAN BREUSEGEM F. 2002. Signal transduction during oxidative stress. J. Exp. Bot. 372: 1227-1236.
• XYNIAS I.N., ZAMANI I.A., GOULI-VAVDINOULI E. 2001. Effect of cold pre-treatment and incubation temperature on bread wheat (Triticum aestivum L.) anther culture. Cer. Res. Com. 29: 331-338.