Cytological studies on Microdochium nivale infection in Lolium perenne (L.) plants

• Autorzy: Dubas E. , Marzec K. , Plazek A.

Warianty tytułu

PL

Cytologiczna analiza infekcji Lolium perenne (L.). przez Microdochium nivale

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

Winter hardiness of plants is limited mainly due to sensibility to Iow temperature and winter fungus damages. Snow mould is a disease that affects many species of winter cereals, turf and forage grasses. In Poland it is caused mainly by the common and economically important fungal pathogen Microdochium nivale causing pink snow mould, destructive disease of seedlings, stem bases and ears. The aim of the study was to investigate the dynamie of Microdochium nivale infection and cytological changes in cold-hardened Lolium perenne Danish cv. Darius. Plants were inoculated with mycelium. The studied plants demonstrated fast defence response to fungus attack, accumulating phenolics already one day after inoculation, however no infecting hyphae within leaf tissue at this time were detected. The first infection hyphae in plants were observed two days after inoculation. Microscopy observations revealed sheaths of the youngest leaves located in the crowns as the main infection way. These observations showed that Microdochium nivale hyphae uptake nutrients from the host by haustoria damaging the protoplasts of mesophyll cells causing their strong plasmolysis. This type of feeding is characteristic for biotrophic and hemibiotrophic parasites. Our observation proved that Microdochium nivale is a hemibiotrophic pathogen and inoculation with its mycelium is very effective and fast and causes serious damages of Lolium perenne cells.

PL

Przeżywalność roślin zimą jest ograniczona wrażliwością na mróz i patogeny śniegowe. Pleśń śniegowa jest chorobą wywoływaną przez wiele różnych gatunków grzybów porażających trawy i zboża ozime. W Polsce rośliny ozime są porażane głównie grzybem Microdochium nivale, powodującym różową pleśń śniegową. Patogen ten poraża siewki, podstawy źdźbeł oraz kłosy, obniżając tym samym ilościowo i jakościowo plon. Zbadano dynamikę infekcji wywołanej przez Microdochium nivale oraz zbadano zmiany infekcyjne na poziomie cytologicznym w hartowanych siewkach Lolium perenne duńskiej odmiany Darius. Rośliny infekowano grzybnią. Rośliny wykazały szybką reakcję na atak Microdochium nivale, akumulując związki fenolowe w liściach już w pierwszej dobie po inokulacji. Warto zaznaczyć, że w tym okresie nie stwierdzono jeszcze w obrębie liści obecności strzępek infekcyjnych. Pierwsze strzępki infekcyjne w roślinie wykryto 2 dni po inokulacji. Analizy cytologiczne wykazały, że istotną drogą rozprzestrzeniania się infekcji w roślinie była pochwa liściowa okrywająca najmłodszy liść w węźle krzewienia. Strzępki infekcyjne wytwarzały haustoria, pobierające asymilaty z komórek mezofilu, powodując ich silną plazmolizę. Wytwarzanie haustoriów oraz uszkadzanie protoplastu komórek jest charakterystyczne dla biotrofów oraz hemibitrofów. Przeprowadzone badania wykazały, że Microdochium nivale jest patogenem hemibiotroficznym, a infekcja grzybnią jest szybka i powoduje silne uszkodzenia komórek życicy trwałej.

Słowa kluczowe

EN

cytology; Microdochium nivale; plant infection; Lolium perenne; haustorium; mycelium; perennial plant; rye-grass; pink snow mould; winter hardiness; plant hardiness; snow mould

• Wydawca: -
• Czasopismo: Zeszyty Problemowe Postępów Nauk Rolniczych
• Rocznik: 2010
• Tom: 545
• Opis fizyczny: p.389-401,fig.,ref.

Twórcy

autor

Dubas E.

• Institute of Plant Physiology, Polish Academy of Sciences, Niezapominajek 21, 30-239 Krakow, Poland

autor

Marzec K.

autor

Plazek A.

Bibliografia

• Borecki Z. 1987. Nauka o chorobach roślin. PWRiL Warszawa: 370 ss.
• Burke J.J., Gusta L., Quamme H.A., Weiser C.J., Li P.H. 1976. Freezing and injury in plants. Annu. Rev. Plant Physiol. 27: 507-528.
• Clement J.A., Parry D.W. 1998. Stem-base disease and fungal colonization of winter wheat grown in compost inoculated with Fusarium culmorum, F. graminearum and Microdochium nivale. Eur. J. Plant. Pathol. 104: 323-330.
• Cook R.J. 1981. Fusarium diseases of wheat and other small grains in North America, in: Fusarium, Diseases, Biology, and Taxonomy. Nelson PE., Toussoun TA., Cook RJ. (Red.). Pensylvania State University Press, University Park: 39-52.
• Diamond H., Cook B.M. 1997. Scanning electron microscope studies on Microdochium nivale. Cereal Res. Communic. 25: 583-584.
• Ergon A., Klemsdal S.S., Tronsmo A.M. 1998. Interactions between cold hardening and Microdochium nivale infection on expression of pathogenesis-related genes in winter wheat. Physiol. Mol. Plant Pathol. 53: 301-310.
• Gaudet D.A., Laroche A., Yoshida M. 1999. Low temperature wheat-fungal interaction: a carbohydrate connection. Physiol. Plant. 106: 437-444.
• González J., Reyes F., Salas C., Santiago M., Codriansky Y., Coliheuque N., Silva H. 2006. Arabidopsis thaliana: A model host plant to study plant-pathogen interaction using Chilean field isolates of Botrytis cinerea. Biol. Research 39: 221-228.
• Hammond-Kosack K.E., Jones J.D.G. 1997. Plant disease resistance genes. Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 48: 573-605.
• Heath M.C. 2002. Cellular interactions between biotrophic fungal pathogens and host or nonhost plants. Can. J. Plant Pathol. 24: 259-264.
• Hofgaard I.S., Vollsnes A.V., Marum P., Larsen A., Tronsmo A.M. 2003. Variation in resistance to different winter stress factors within a full-sib family of perennial ryegrass. Euphytica 134(1): 61-75.
• Hsiang T., Matsumoto N., Millett S.M. 1999. Biology and management Typhula snow molds of turfgrass. Plant Disease 83(9): 788-798.
• Hua L., Sivasithamparam K., Barbetti M.J., Kuo J. 2004. Germination and invasion by ascospores and pycnidiospores of Leptosphaeria maculans on spring-type Brassica napus canola varieties with varying susceptibility to blackleg. J. General Plant Pathol. 70(5): 261-269.
• Humphreys J., Сооkе B.M., Storey T. 1995. Effects of seed-borne Microdochium nivale on establishment and grain yield of winter-sown wheat. Plant Var. and Seeds 8: 107-117.
• Humphreys J., Сооkе B.M., Storey T. 1998. Effects of seed-borne Microdochium nivale on establishment and population density at harvest of winter-sown oats. Plant Var. and Seeds 11: 83-90.
• Ismail A.M. 2001. Effects of cold hardening and plant activator (bion) on induction of resistance against the snow mould Microdochium nivale in wheat (Triticum aestivum) cultivars. Doctor Scientarum theses 2001, Norwegian Agriculture University in Ls, NLH, Plant Protection Institute, Division of Plant Pathology.
• Jamalainen E.A. 1974. Resistance in winter cereals and grasses to low-temperature parasitic fungi. Annu. Rev. Phytopathol. 12: 281-302.
• Kang Z., Huang L., Buchenauer H. 2004. Ultrastructural and cytochemical studies on infection of wheat spikes by Microdochium nivale. J. Plant Diseases and Protection 111(4): 351-361.
• Kiraly Z., Klement Z., Solymosy F., Vörös J. 1970. Methods in plant pathology with special reference to breeding for disease resistance. Res. Inst. Plant Pathol., Budapest.
• Kubosaki A., Aihara M., Park В.J., Sugiura Y., Shibutani M., Hirose M., Suzuki Y., Takatori K., Sugita-Konishi Y. 2008. Immunotoxicity of nivalenol after subchronic dietary exposure to rats. Food Chem. Toxicol. 46(1): 253-258.
• Młodzianowski F., Woźny A. 1990. Wykłady i ćwiczenia z biologii komórki roślinnej. Wyd. III. Wydawn. Nauk. UAM Poznań: 344 pp.
• Nicholson R.L., Hammerschmidt R. 1992. Phenolic compounds and their role in disease resistance. Annu. Rev. Phytopathol. 30: 369-389.
• Oʼbrien T.P., Mccully M.E. 1981. The study of plant structure. Principles and selected methods. Termarcarphi Pty. Ltd., Melbourne, Australia: 210 pp.
• Pociecha E., Płażek A., Janowiak F., Janeczko A., Zwierzyykowski Z. 2008. Physiological basis for differences in resistance to Microdochium nivale (Fr.) Samuels and Hallett in two androgenic genotypes of Festulolium derived from tetraploid F1 hybrids of Festuca pratensis x Lolium multiflorum (Festulolium). J. Phytopathol. 156: 155-163.
• Prończuk M., Messyasz M. 1990. Infection ability of mycelium and spores of Microdochium nivale (Fr) Samuels Hallett to Lolium perenne L. Second European Seminar, Fusarium mycotoxins, taxonomy, pathogenicity, 5-7 September, Poznań, Poland. Mycotoxin Research. 7, A Part II 136-139.
• Prończuk M., Prończuk S. 1987. Przydatność „metody chłodniowej" w ocenie odporności życicy trwałej na Fusarium nivale (Fr) Ces. Biuletyn IHAR 162: 27-32.
• Prończuk M., Prończuk S. 2005. Występowanie pleśni śniegowej na życicy trwałej (Lolium perenne L.) w zależności od warunków świetlnych i intensywności pielęgnacji trawników. Acta Agrobotanica 58: 381-394.
• Prończuk M., Zagdańska B. 1993. Effect of Microdochium nivale and low temperature on winter survival of perennial ryegrass. J. Plant Physiol. 138(1): 1-8.
• Prończuk М., Prończuk S., Żebrowski J. 2003. Response of Lolium perenne cultivars and ecotypes to artificial and natural shade conditions. Czech J. Genet. Plant Breed. 39: 363-366.
• Pulli S., Hjortesholm K., Larsen A., Gudleifsson B., Larsson S., Kristiansson B., Hömmo L.M., Tronsmo A.M., Ruuth P., Kristensson K. 1996. Development and evaluation of laboratory testing methods for winterhardiness breeding. SLU, Alnarp, Sweden. Publications-Nordic Gene Bank 32: 1-68.
• Simpson D.R., Thomsett M.A, Nicholson P. 2004. Competitive interactions between Microdochium nivale var. majus, M. nivale var. nivale and Fusarium culmorum in planta and in vitro. Environ. Microbiol. 6: 79-87.
• Simpson D.R., Weston G.E., Turner J.A., Jennings P., Nicholson P. 2001. Differential control of head blight pathogens of wheat by fungicides and consequences for mycotoxin contamination of grain. E. J. Plant Pathol. 107: 421-431.
• Smiley R.W., Dermoeden P.H., Clarke B.B. 1992. Infectious foliar diseases, in: Compendium of turfgrass diseases. Smiley RW., Dermoeden PH., Clarke BB. (red.). 2nd edn., The American Phytopathological Society, St Paul, Mn, USA: 11-37.
• Suzuki T., Shinogi T., Narusaka Y., Park P. 2003. Infection behavior of Alternaria alternata Japanese pear pathotype and localization of 1,3-D-glucan in compatible and incompatible interactions between the pathogen and host plants. J. General Plant Pathol. 69: 91-100.
• Tronsmo A.M., Hsiang T., Okuyama H., Nakajima T. 2001. Low temperature diseases caused by Microdochium nivale, in: Low Temperature Plant Microbe Interactions under Snow. Iriki N., Gaudet DA., Tronsmo AM., Matsumoto N., Yoshida M., Nishimune A. (Red.), Hokkaido National Agricultural Experiment Station. Sapporo, Japan: 75-86.
• Tronsmo A.M. 1994. Effect of different cold hardening regimes on resistance to freezing on snow mould infection in timothy varieties of different origin, in: Crop Adaptation to Cool Climates. Dörffling K., Brettschneider B., Tantau H., Pithan K. (red.). European Commission (ECSP-EEC-EAEC). Brussels, Belgium: 83-89.
• Vanacker H., Carver T.L.W., Foyer Ch. 2000. Early H2O2 Accumulation in mesophyll cells leads to induction of glutathione during the hypersensitive response in the barley-powdery mildew interaction. Plant Physiol. 123: 1289-1300.
• Voegelle R.T., Mendgen K. 2003. Rust haustoria: nutrient uptake and beyond. New Phytologist 159: 93-100.