The potential of producing cynarin in Cynara scolymus L. suspension cultures in relation to their antioxidant profile

• Autorzy: Parada D. , Wielanek M. , Kuzniak E. , Sklodowska M.

Warianty tytułu

PL

Wytwarzanie cynaryny w kulturach zawiesinowych Cynara scolymus L. w aspekcie ich profilu antyoksydacyjnego

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

Recent studies revealed that reactive oxygen species, antioxidants and related redox signals are key elements in the regulation of plant defense responses, including the synthesis of secondary metabolites. In this work the potential of artichoke (Cynara scolymus L.) cell suspensions to produce cynarin was studied in relation to the antioxidant profile of the cultures. There were determined the total antioxidant capacity and concentrations of H₂O₂, ascorbate and total phenolics, as well as activities of ascorbate and guaiacol peroxidases, ascorbate oxidase and catalase at different stages of the culture growth cycle in relation to the production of cynarin. Suspension cultures revealed a growth-linked capacity to produce cynarin as identified by qualitative HPLC analysis. The cynarin accumulation kinetics during the exponential phase of growth correlated with the total antioxidant capacity of water-soluble antioxidants whereas the profiles of total phenols and total antioxidant capacity of water-insoluble antioxidants differed. The lowest ascorbate-related antioxidant capacity coincided with the maximum cynarin accumulation in the early stationary phase. The regulation of growth-related prooxidant/antioxidant balance in the artichoke suspension cultures involved the peroxidase/phenolics/ascorbate system scavenging H₂O₂, further affected by ascorbate- and H₂O₂-metabolizing enzymes. These results may be of interest in biotechnological strategies aimed at optimizing the production of secondary metabolites in plant cultures in vitro.

PL

Reaktywne formy tlenu, antyoksydanty i generowane z ich udziałem sygnały redoks stanowią kluczowe elementy mechanizmu regulującego reakcje obronne roślin, w tym syntezę metabolitów wtórnych. W pracy badano zdolność kultur zawiesinowych karczocha (Cynara scolymus L.) do wytwarzania cynaryny w aspekcie ich potencjału antyoksydacyjnego. Oznaczano całkowity potencjał antyoksydacyjny, stężenie H₂O₂, askorbinianu, fenoli całkowitych oraz aktywność peroksydazy askorbinianowej i peroksydazy oznaczanej wobec guajakolu, oksydazy askorbinianowej i katalazy w cyklu wzrostu kultur zawiesinowych w zależności od wytwarzania cynaryny. Analiza HPLC wykazała, że kultury zawiesinowe C. scolymus zachowały zależną od fazy wzrostu zdolność do biosyntezy cynaryny. Kinetyka produkcji cynaryny w eksponencjalnej fazie wzrostu była zbieżna ze zmianami całkowitego potencjału antyoksydacyjnego odniesionego do antyoksydantów rozpuszczalnych w wodzie i różniła się od zmian stężenia fenoli całkowitych i całkowitego potencjału antyoksydacyjnego odniesionego do antyoksydantów nierozpuszczalnych w wodzie. Maksimum akumulacji cynaryny przypadało na początek stacjonarnej fazy wzrostu, gdy potencjał antyoksydacyjny zależny od askorbinianu był najniższy. Stwierdzono, że w regulowaniu zależnej od fazy wzrostu równowagi prooksydacyjno- antyoksydacyjnej uczestniczy system peroksydaza/fenole/askorbinian, a jego aktywność może być modulowana poprzez działanie enzymów metabolizujących H₂O₂ i askorbinian. Uzyskane wyniki mogą mieć znaczenie przy opracowywaniu biotechnologicznych metod optymalizacji produkcji metabolitów wtórnych w roślinnych kulturach in vitro.

Słowa kluczowe

EN

production potential; cynarin; Cynara scolymus; suspension culture; antioxidant profile; secondary metabolite; plant cell; artichoke; redox signal; biotechnology

• Wydawca: -
• Czasopismo: Zeszyty Problemowe Postępów Nauk Rolniczych
• Rocznik: 2008
• Tom: 524
• Opis fizyczny: p.381-391,fig.,ref.

Twórcy

autor

Parada D.

• Department of Plant Physiology and Biochemistry, University of Lodz, Banacha 12/16, 90-237 Lodz, Poland

autor

Wielanek M.

autor

Kuzniak E.

autor

Sklodowska M.

Bibliografia

• Bradford M. M. 1976. A rapid and sensitive method for the quantification of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72: 248 - 254.
• Chong T. M., Abdullah M. A., Fadzillah N. M., Lai O. M., Lajis N. H. 2004. Antraquinones production, hydrogen peroxide level and antioxidant vitamins in Morinda elliptica cell suspension cultures from intermediary and production medium strategies. Plant Cell Rep. 22: 951 - 958.
• Davey M. V., Van Montagu M., Inze D., Sanmartin M., Kannelis A., Smirnoff N., Benzie I. J. J., Strain J. J., Favell D., Fletcher J. 2000. Plant L-ascorbic acid: chemistry, function, metabolism, bioavailability and effects of processing. J. Sci. Food Agri. 80: 825 - 860.
• De Pinto M., De Gara L. 2004. Changes in ascorbate metabolism of apoplastic and symplastic spaces are associated with cell differentiation. J. Exp. Bot. 55: 2559 - 2569.
• Fotopoulos V., Sanmartin M., Kanellis A. K. 2006. Effect of ascorbate oxidase overexpression on ascorbate recycling gene expression in responsse to agents imposing oxidative stress. J. Exp. Bot. 57: 3933 - 3943.
• Foyer C. H., Noctor G. 2005. Redox homeostasis and antioxidant signaling: A metabolic interface between stress perception and physiological responses. Plant Cell 17: 1866 - 1875.
• Fratianni F., Tucci M., De Palma M., Pepe R., Nazzaro F. 2007. Polyphenolic composition in different parts of some cultivars of globe artichoke (Cynara cardunculus L. var. scolymus (L.) Fiori). Food Chem. 104: 1282 - 1286.
• Fritsche J., Beindorffc M., Dachtler M., Zhang H., Lammers J.G. 2002. Isolation, characterization and determination of minor artichoke (Cynara scolymus L.) leaf extract compounds. Eur. Food Res. Technol. 215: 149 - 157.
• Gamborg O. L., Miller R. A., Ojima K. 1968. Nutrient requirements of suspension cultures of soybean root cells. Exp. Cell Res. 50: 151 - 158.
• Glombitza S., Dubuis P-H., Thulke O., Welzl G., Bovet L., Gotz M., Affenzeller M., Geist B., Hehn A., Asnaghi C., Ernst D., Seidlitz H. K., Gundlach H., Mayer K. F., Martinoia E., Werck-Reichhart D., Mauch F., Schaffner A. R. 2004. Crosstalk and differential response to abiotic and biotic stressors reflected at the transcriptional level of effector genes from secondary metabolism. Plant Mol. Biol. 54: 817 - 835.
• Halliwell B. 2006. Reactive oxygen species and antioxidants. Redox biology is a fundamental theme of aerobic life. Plant Physiol. 141: 312 - 322.
• Häusler M., Ganzera M., Abel G., Popp M., Stuppner H. 2002. Determination of caffeoylquinic acids and flavonoids in Cynara scolymus L. by high performance liquid chromatography. Chromatographia 56: 407 - 411.
• Kampfenkel K., Van Montagu M., Inze D. 1995. Extraction and determination of ascorbate and dehydroascorbate from plant tissue. Anal. Biochem. 225: 165 - 167.
• Kraft K. 1997. Artichoke leaf extract. Recent findings reflecting effects on lipid metabolism, liver and gastrointestinal tracts. Phytomedicine 4: 369 - 378.
• Kuźniak E. 2001. Effects of fusaric acid on reactive oxygen species and antioxidants in tomato cell cultures. J. Phytopathol. 149: 575 - 582.
• Llorach R., Tomas-BArberan F. A., Ferreres F. 2005. Functionalization of commercial chicken soup with enriched polyphenol extract from vegetable by-products. Eur. Food Res. Technol. 220: 31 - 36.
• Pignocchi C., Fletcher J. M., Wilkinson J. E., Barnes J. D., Foyer C. . 2003. The function of ascorbate oxidase in tobacco. Plant Physiol. 132: 1631 - 1641.
• Pittler M. H., White A., Stevinson C., Ernst E. 2003. Effectiveness of artichoke extract in preventing alcohol-induced hangovers: a randomized control trial. CMAJ 169: 1269 - 1273.
• Re R., Pellegrini N., Proteggente A., Pannala A., Yang M., Rice-Evans C. 1999. Antioxidant activity applying an improved ABTS radical cation decolorization assay. Free Radic. Biol. Med. 26: 1231 - 1237.
• Singelton V. L., Rossi J. A. 1965. Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic- phosphotungstic acid reagents. Am. J. Enol. Viticult. 16: 144 - 158.
• Takahama U., Oniki T. 1992. Regulation of peroxidase-dependent oxidation of phenolics in the apoplast of spinach leaves by ascorbate. Plant Cell Physiol. 33: 379 - 387.
• Takahama U., Oniki T. 1997. A peroxidase/phenolics/ascorbate system can scavenge hydrogen peroxide in plant cells. Physiol. Plant. 101: 845 - 852.
• Vasconsuelo A., Boland R. 2007. Molecular aspects of the early stages of elicitation of secondary metabolites in plants. Plant Sci. 172: 861 - 875.
• Zhao J., Guo Y. Q., Zhu W. H. 2001. Elicitor-induced indole alkaloid biosynthesis in Catharantus roseus cell cultures is related to Ca²⁺ influx and the oxidative burst. Plant Sci. 161: 423 - 431.