Micropropagation of ten weeks (Matth iola incana) and lisianthus (Eustoma grandiflorum) (two ornamental plants) by using kinetin (KIN), naphthalene acetic acid (NAA) and 2,4-dichlorophenoxyacetic acid (2,4-D)

• Autorzy: Kaviani B.

Warianty tytułu

PL

Mikropropagacja lewkonii (Matthiola incana) i eustomy wielkokwiatowej (Eustoma grandiflorum) przy użyciu kinetyny (KIN), kwasu naftylooctowego (NAA) oraz kwasu 2,4-dichlorofenoksyoctowego (2,4-D)

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

Micropropagation is a powerful tool for large-scale propagation of pathogenfree ornamental plants. Studies on micropropagation of ten weeks and lisianthus is relatively low, thus, here we present a reliable method for in vitro propagation of these two ornamental plants. The shoot tips explants from Eustoma grandiflorum and Matthiola incana were cultured on MS medium supplemented with concentrations of 0, 0.5, 1 and 2 mg·L of naphthalene acetic acid (NAA) and kinetin (KIN). In Eustoma grandiflorum, multiple shoots containing roots can be obtained simultaneously on MS basal medium only supplemented with 0.5–1 mg·L KIN. Shoot tips media supplemented with 1 mg· L KIN without NAA resulted in the best shoot length (2.158 cm) and shoot number (2.68). Also, the most nodes (8.75) were obtained in medium containing 0.5 mg·L KIN without NAA. The highest root number (2.55) was seen in medium supplemented with 2 mg·L KIN + 0.5 mg·L NAA. Shoot tips grown in medium containing 2 mg·L NAA without KIN showed the most callus formation. The highest content of fresh weight, dry weight and chlorophyll content were calculated in plantlets grown on media containing 0.5 mg·L KIN without NAA, 0.5 mg·L KIN + 1 mg·L NAA and control, respectively. In Matthiola incana, four-week-old in vitro plants obtained from micro-cuttings showed successful shooting and rooting. MS medium supplemented with 2 mg·L KIN without NAA resulted in the best shoot length (1.166 cm) and largest number of node (4.64). When the shoot tips were inoculated in the medium containing 2 mg·L NAA without KIN and medium containing the combination of 1 mg·L NAA + 2 mg·L KIN, the best result was observed for root number (1.85) and root length (5.2 cm).

PL

Mikropropagacja jest silnym narzędziem rozmnażania wolnych od patogenów roślin ozdobnych na dużą skalę. Badania nad mikropropagacją lewkonii i eustomy są nieliczne. W pracy przedstawiono rzetelną metodę propagacji in vitro dwóch gatunków roślin ozdobnych. Eksplantaty wierzchołków pĊdów Eustoma grandiflorum oraz Matthiola incana były hodowane na podłożu MS uzupełnionej stĊĪeniami 0; 0,5; 1 i 2 mg·L kwasu naftylooctowego NAA i kinetyny KIN. W przypadku Eustoma grandiflorum liczne pędy otrzymywano równocześnie na podłożu MS uzupełnionym tylko 0,5–1 mg·L KIN. Wierzchołki łodyg na pożywkach uzupełnionych 1 mg·L KIN bez NAA miały najlepszą długość (2,158 cm) i największą liczbę (2,68) pędów. Najwięcej kolanek (8,75) uzyskano na podłożu zawierającym 0,5 mg·L KIN bez NAA. Największą liczbę korzeni (2,55) uzyskano na podłożu uzupełnionym 2 mg·L KIN + 0,5 mg·L NAA. Wierzchołki łodyg wyrosłych na podłożu zwierającym 2 mg·L NAA bez KIN tworzyły największą liczbę narośli. Największą zawartość świeżej masy, suchej masy oraz chlorofilu wyliczono dla roślin wyrosłych na podłożach zawierających odpowiednio 0,5 mg·L KIN bez NAA, 0,5 mg· L KIN + 1 mg·L NAA. 4-tygodniowe rośliny in vitro Matthiola incana uzyskane z mikrowycinków miały udane kiełki i ukorzenienie. Podłoże MS uzupełnione 2 mg·L KIN bez NAA dało najlepszą długość łodyg (1,166 cm) i największą liczbę kolanek (4,64). Po inokulacji wierzchołków łodyg w podłożu zawierającym 2 mg·L NAA bez KIN oraz w podłoĪu zawierającym kombinację 1 mg·L NAA + 2 mg·L KIN najlepsze wyniki to liczba korzeni (1,85) oraz ich długość (5.2 cm).

• Wydawca: -
• Czasopismo: Acta Scientiarum Polonorum. Hortorum Cultus
• Rocznik: 2014
• Tom: 13
• Numer: 1
• Opis fizyczny: p.141-154,fig.,ref.

Twórcy

autor

Kaviani B.

• Department of Horticultural Science, Rasht Branch, Islamic Azad University, Rasht, Iran

Bibliografia

• Chawla H.S., 2009. Introduction to plant biotechnology. Springer.
• Feito I., Rodriguez A., Centeno M.L., Sánchez-Tamés R., Fernández B., 1994. Effect of the physical nature of the culture medium on the metabolism of benzyladenine and endogenous cytokinins in Actinidia deliciasa tissues cultured in vitro. Physiol. Plant 91, 449–453.
• Fukai S., Miyata H., Goi M., 1996. Factors affecting adventitious shoot regeneration from leaf explants of prairie gentian (Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinners). Technical Bull. Fac. Agric-Kagawa Univ. 48(2), 103–109.
• Fuller M.P., Fuller F.M., 1995. Plant tissue culture using Brassica seedlings. J. Biol. Edu. 20(1), 53–59.
• Furukawa H., Matsubara C., Shigematsu N., 1990. Shoot regeneration from the roots of Prairie gentian (Eustoma grandiflorum (Griseb.) Schinners). Plant Tiss. Cult. Lett. 7(1), 11–13.
• Gautam V.K., Mittal A., Nanda K., Gupta S.C., 1983. In vitro regeneration of plantlets from somatic explants of Matthiola incana. Plant Sci. Lett. 29, 25–32.
• Gomes F., Simões M., Lopes M.L., Canhoto M., 2010. Effect of plant growth regulators and genotype on the micropropagation of adult trees of Arbutus unedo L. (strawberry tree). New Biotech. 27, 882–892.
• Han B.H., Yu H.J., Yae B.W., Peak K.Y., 2004. In vitro micropropagation of Lilium longiflorum ‘Georgia’ by shoot formation as influenced by addition of liquid medium. Sci. Hortic. 103, 39–49.
• Harbaugh B.K., 2006. Lisianthus, Eustoma grandiflorum. In: Flower breeding and genetics, Anderson N.O. (ed). Springer, Netherlands, 645–663.
• Hartmann H.J., Kester D.E., Davies F.T., Geneve R.T., 1997. Plant Propagation: Principle and Practices, 6th ed. Prentica-Hill, Englewood Cliffs, NJ. Hashemabadi D., Kaviani B., 2010. In vitro proliferation of an important medicinal plant Aloe-A method for rapid production. Aus. J. Crop Sci. 4(4), 216–222.
• Hosoki T., Ando M., 1989. Protoplast culture and plantlet regeneration in stock (Matthiola incana R. Br.). Plant Tiss. Cult. Lett. 6(3), 144–147.
• Jain S.M., Ochatt S.J., 2010. Protocols for in vitro propagation of ornamental plants. Springer Protocols, Humana Press. Kalimuthu K., Senthilkumar R., Vijayakumar S., 2007. In vitro micropropagation of orchid, Oncidium sp. (Dancing Dolls). Afr. J. Biotech. 6(10), 1171–1174.
• Kaviani B., Ahmadi Hesar A., Kharabian Masouleh A., 2011. In vitro propagation of Matthiola incana (Brassicaceae) – an ornamental plant. Plant Omics J. 4(7), 435–440.
• Luo J.P., Wawrosch C., Kopp B., 2009. Enhanced micropropagation of Dendrobium huoshanense C.Z.Tang et S.J. Cheng through protocorm-like bodies: the effects of cytokinins, carbohydrate sources and cold pretreatment. Sci. Hortic. 123, 258–262.
• Mercier H., Kerbauy G.B., Sotta B., Miginiac E., 1997. Effects of NO3 í , NH4 + and urea nutrition on endogenous levels of IAA and four cytokinins in two epiphytic bromeliads. Plant Cell Environ. 20, 387–392.
• Moncaleán P., Rodríguez A., Fernández B., 2003. Effect of different benzyladenine time pulses on the endogenous levels of cytokinins, indole-3-actic acid and abscisic acid in micropropagated explants of Actinidia deliciosa. Plant Physiol. Biochem. 41, 149–155.
• Murashige T., Skoog F., 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue culture. Physiol. Plant 15, 473–497.
• Nayak S., Hatwar B., Jain A., 2010. Effect of cytokinin and auxins on meristem culture of Bambusa arundinacea. Der. Pharm. Lett. 2(1), 408–414.
• Nemeth G., 1979. Benzyladenine-stimulated rooting in fruit-tree rootstocks cultured in vitro. Pflanzenphysiol 95, 389–396.
• Nhut D.T., Hai N.T., Phan M.X., 2010. A highly efficient protocol for micropropagation of Begonia tuberous. In: Protocols for in vitro propagation of ornamental plants, Jain S.M., Ochatt S.J. (eds). Springer Protocols, Humana Press, 15–20.
• Nitsch J.P., Nitsch C., Rossini L.M.E., Ha D.B.D., 1967. The role of adenine on bud differentiation. Photomorph 17, 446–453.
• Ordogh M.‚ Jambor-Benczur E., Tilly-Mandy A., 2006. Micropropagation of Echo cultivars of Eustoma grandiflorum (ISHS) Acta horticulture: V International Symposium on in vitro Culture and Horticultural Breeding 725, 457–460.
• Paek K.Y., Hahn E.J., 2000. Cytokinins, auxins and activated charcoal affect organogenesis and anatomical characteristics of shoot-tip cultures of lisianthus (Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinn). In Vitro Cell Dev. Biol-Plant, 36, 128–132.
• Pati P.K., Rath S.P., Sharma M., Sood A., Ahuja P.S., 2005. In vitro propagation of rose-a review. Biotech. Adv. 94–114.
• Pierik R.L.M., 1987. In vitro culture of higher plants. Dordrecht, The Netherlands, Martinus Nijhoff, 45–82.
• Semeniuk P., Griesbach R.J., 1987. In vitro propagation of prairie gentian. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 8, 249–253.
• Van Staden D., 2008. Plant growth regulators, II: cytokinins, their analogues and inhibitors. In: Plant propagation by tissue culture (edn 3) (George EF, et al eds), 205–226, Springer.
• Xue-hua J., Wei Y., You-lin L., Xiang-ying K., Xiu-chun P., 2009. Aseptic seeding and establishment of plantlet regeneration system in Eustoma grandiflorum. J. Anhui Agric. Sci. Abstr. 5.