Effect of benzyladenine (BA) on auxin-induced stem elongation and thickening in tulip (Tulipa gesneriana L.)

• Autorzy: Saniewski M. , Wegrzynowicz-Lesiak E. , Goraj-Koniarska J. , Gabryszewska E.

Warianty tytułu

PL

Wpływ benzyloadeniny na wzrost łodygi tulipana (Tulipa gesneriana L.) indukowany przez auksynę

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

It is well known that stem elongation in tulip is induced by the auxin produced in the leaves and gynoecium. Excision of the flower bud and all the leaves in an early stage of tulip growth resulted in almost total inhibition of stem growth, but the inhibition was completely recovered by the exogenous application of auxin to the place from which the flower bud had been removed. Hormonal control of stem thickening in tulip is much less known. Additional application of benzyladenine (BA) to the tulip stem by soaking a cotton wick wrapped around all the internodes only slightly inhibited stem growth induced by IAA at a concentration of 0.1 and 2.0%, but substantially stimulated the thickening of all the internodes. The treatment of the tulip stem with benzyladenine enabled direct contact of the cytokinin with the epidermis, which is an important factor in stem elongation. The experiment conducted in field conditions also showed that BA only slightly inhibited the elongation of the fourth internode induced by IAA, but stimulated the thickening of that internode. IAA applied at a concentration of 2.0% stimulated ethylene production to a much higher extent than IAA at a concentration of 0.1%, and BA affected the auxin-induced ethylene production only to a small extent. Metabolic significance of these findings is discussed.

PL

Dotychczasowe wyniki wskazują, że po chłodzeniu cebul wzrost pędu jest regulowany przez współdziałanie auksyny (produkowanej w liściach i pąku kwiatowym) i giberelin produkowanych w łodydze. Wysokie stężenie egzogennej auksyny (IAA), podanej po obcięciu wszystkich liści i pąka kwiatowego, powoduje słabszy wzrost wydłużeniowy, zwiększenie grubości łodygi i zwiększoną produkcje etylenu, w przeciwieństwie do niskiego stężenia auksyny. Obecne badania wykazały stymulujący wpływ benzyloadeniny (BA) na grubość łodygi tulipana indukowanej przez auksynę (IAA) zarówno w niskim jak i wysokim stężeniu. IAA w stężeniu 0.1% i 2.0% w paście lanolinowej nakładano w miejsce usuniętego pąka kwiatowego i po usunięciu wszystkich liści, a benzyloadeninę w stężeniu 50 i 100 mg/L podano w tym samym czasie wokół łodygi poprzez nasączenie ligniny. Ten sposób traktowania zapewnił kontakt komórek epidermy z benzyloadeniną. Epiderma odgrywa ważną rolę we wzroście łodygi, a auksyna jest odpowiedzialna za wydłużanie komórek. Stwierdzono hamujący wpływ benzyloadeniny na wydłużanie łodygi, indukowane przez auksynę. Auksyna stymulowała produkcję etylenu we wszystkich międzywęźlach, ale najbardziej po zastosowaniu wysokiego stężenia IAA, a benzyloadenina w niewielkim stopniu wzmagała produkcję etylenu indukowaną przez auksynę. W pracy dyskutowano możliwy mechanizm stymulującego działania benzyloadeniny na grubość łodygi, a hamującego na wzrost wydłużeniowy (po indukcji przez auksynę).

• Wydawca: -
• Czasopismo: Acta Agrobotanica
• Rocznik: 2016
• Tom: 69
• Numer: 1
• Opis fizyczny: Article 1650 [8p.], fig.,ref.

Twórcy

autor

Saniewski M.

• Department of General Biology, Research Institute of Horticulture, Konstytucji 3 Maja 1/3, 96-100 Skierniewice, Poland

autor

Wegrzynowicz-Lesiak E.

• Department of General Biology, Research Institute of Horticulture, Konstytucji 3 Maja 1/3, 96-100 Skierniewice, Poland

autor

Goraj-Koniarska J.

• Department of General Biology, Research Institute of Horticulture, Konstytucji 3 Maja 1/3, 96-100 Skierniewice, Poland

autor

Gabryszewska E.

• Department of General Biology, Research Institute of Horticulture, Konstytucji 3 Maja 1/3, 96-100 Skierniewice, Poland

Bibliografia

• 1. de Hertogh A. Principles for forcing tulips, hyacinths, daffodils, Easter lilies and Dutch irises. Sci Hortic. 1974;2:313–355. http://dx.doi.org/10.1016/0304-4238(74)90041-7
• 2. Gilford JMD, Rees AR. Growth of tulip shoot. Sci Hortic. 1973;1:143–156. http://dx.doi.org/10.1016/0304-4238(73)90025-3
• 3. Op den Kelder P, Benschop M, de Hertogh AA. Factor affecting floral stalk elongation of flowering tulips. J Am Soc Hortic Sci. 1978;96:603–605.
• 4. Hanks GR, Rees AR. Stem elongation in tulip and narcissus: the influence of floral organs and growth regulators. New Phytol. 1977;78:579–591. http://dx.doi.org/10.1111/j.1469-8137.1977.tb02161.x
• 5. Saniewski M, de Munk WJ. Hormonal control of shoot elongation in tulips. Sci Hortic. 1981;5:363–372. http://dx.doi.org/10.1016/0304-4238(81)90091-1
• 6. Banasik L, Saniewski M. Changes in endogenous gibberellins and auxins activities during first internode elongation in tulips flower stalk. Plant Cell Physiol. 1985;26:709–719.
• 7. Gabryszewska E, Saniewski M. Auxin control of tulip stalk elongation in vitro. Sci Hortic. 1983;19:153–159. http://dx.doi.org/10.1016/0304-4238(83)90056-0
• 8. Saniewski M, Ueda J, Miyamoto K, Okubo H. Auxin transport and stem growth in tulips: the role of epidermis, cortex and pith. Acta Hortic. 2005;673:199–205. http://dx.doi.org/10.17660/ActaHortic.2005.673.23
• 9. Saniewski M, Okubo H, Miyamoto K, Ueda J. Susceptibility and/or responsiveness of tulip stem segments excised from cooled or uncooled bulbs to indole-3-acetic acid. Floriculture and Ornamental Biotechnology. 2007;1:142–146.
• 10. Okubo H, Uemoto S. Changes in endogenous gibberellins during internode elongation of tulip flower stalk as affected by light conditions. Journal of the Japanese Society for HorticulturalScience. 1985;55:215–220. http://dx.doi.org/10.2503/jjshs.55.215
• 11. Okubo H, Shiraishi S, Uemoto S. Factor controlling elongation of the last internode in tulip flower stalk. Journal of the Japanese Society for Horticultural Science. 1986;55:320– 325. http://dx.doi.org/10.2503/jjshs.55.320
• 12. Saniewski M. Use of paclobutrazol, an inhibitor of gibberellin biosynthesis, for study of hormonal control of tulip stem elongation. Bulletin of the Polish Academy of Sciences.Biological Sciences. 1989;37:55–64.
• 13. Rietveld PL, Wikonson C, Fransen HM, Balk PA, van der Plas LHW, Weisbeek PJ, et al. Low temperature sensing in tulip (Tulipa gesneriana L.) is mediated through an increased response to auxin. J Exp Bot. 2000;51:587–594. http://dx.doi.org/10.1093/jexbot/51.344.587
• 14. Saniewski M, Kawa L. Silver thiosulphate counteracts of the inhibitory effect of ethephon on tulip stem elongation induced by auxin. Bulletin of the Polish Academy of Sciences.Biological Sciences. 1988;36:265–269.
• 15. Veen H. Silver thiosulphate: an experimental tool in plant science. Sci Hortic. 1983;20:211– 224. http://dx.doi.org/10.1016/0304-4238(83)90001-8
• 16. Saniewski M, Kawa L, Węgrzynowicz E. Influence of different concentrations of auxin and silver thiosulphate on stem growth and ethylene production in tulips. Bulletin of the PolishAcademy of Sciences. Biological Sciences. 1990;38:51–56.
• 17. Yang SF, Hoffman NE. Ethylene biosynthesis and its regulation in higher plants. Annu Rev Plant Physiol. 1984;35:155–189.
• 18. de Munk WJ, Gijzenberg J. Flower-bud blasting in tulip plants mediated by the hormonal status of the plant. Sci Hortic. 1977;7:255–268. http://dx.doi.org/10.1016/0304-4238(77)90022-X
• 19. Osborne DJ. Promotion of radial growth by 2-chloroethylphosphonic acid in bean. Bot Gaz. 1975;135:289–292.
• 20. Ridge I. Effects of ethylene and auxin on cell wall structure in tissue swellings. Ann Appl Biol. 1975;81:98–101. http://dx.doi.org/10.1111/j.1744-7348.1975.tb00504.x
• 21. Kutschera U, Bergfeld R, Schopfer P. Cooperation of epidermis and inner tissues in auxinmediated growth of maize coleoptile. Planta. 1987;170:168–180. http://dx.doi.org/10.1007/BF00397885
• 22. Knauth B, Klambt D. Is cell elongation regulated by extracellular auxin? Bot Acta. 1990;103:103–106. http://dx.doi.org/10.1111/j.1438-8677.1990.tb00134.x
• 23. Saniewski M, Kawa L, Węgrzynowicz E. Stimulatory effect of gibberellins on tulip stem elongation. Prace Instytutu Sadownictwa i Kwiaciarstwa, Rośliny Ozdobne, Seria B.1990;15:105–112.
• 24. Niklas KJ, Paolillo DJ. The role of epidermis as a stiffening agent in Tulipa (Liliaceae) stems. Am J Bot. 1997;84:735–744. http://dx.doi.org/10.2307/2445809
• 25. Katsumi M. Physiological effects of kinetin. Effect on the thickening of etiolated pea stem sections. Physiol Plant. 1962;15:115–121. http://dx.doi.org/10.1111/j.1399-3054.1962.tb07992.x
• 26. Hashimoto T. Synergistic effect of indoleacetic acid and kinetin on primary thickening of pea stem segments. Bot Mag (Tokyo). 1961;74:110–117. http://dx.doi.org/10.15281/ jplantres1887.74.110
• 27. Bartell G, Bolander E, Eliasson L. Factors increasing ethylene production enhance the sensitivity of root growth to auxins. Physiol Plant. 1990;79:255–258. http://dx.doi.org/10.1034/j.1399-3054.1990.790207.x
• 28. Lau O, Yang SF. Mechanism of a synergistic effect of kinetin on auxin-induced ethylene production. Plant Physiol. 1973;51:1011–1014. http://dx.doi.org/10.1104/pp.51.6.1011
• 29. Lau. O, Yung K. Synergistic effect of kinetin on IAA-induced ethylene production. Plant Cell Physiol. 1974;15:29–35.
• 30. Vanderhoef LN, Stahl C, Siegel N, Zeigber R. The inhibitions by cytokinin of auxinpromoted elongation in excised soybean hypocotyl. Physiol Plant. 1973;29:22–27. http:// dx.doi.org/10.1111/j.1399-3054.1973.tb04804.x
• 31. Victor TS, Vanderhoef LN. Mechanical inhibition of hypocotyl elongation induces radial enlargement. Implications for cytokinin action. Plant Physiol. 1975;56:845–846. http:// dx.doi.org/10.1104/pp.56.6.845
• 32. Shibaoka H. Involvement of wall microtubules in gibberellin promotion and kinetin inhibition of stem elongation. Plant Cell Physiol. 1974;15:255–263.

Identyfikatory

DOI

10.5586/aa.1650