Kultury in vitro miskanta olbrzymiego (Miscanthus x gigantheus)

• Autorzy: Plazek A. , Dubert F. , Zur I. , Waligorski P.

Warianty tytułu

EN

In vitro culture of Miscanthus x gigantheus

• Języki publikacji: PL

Abstrakty

PL

Podjęto próbę wyprowadzonia kultur kalusowych z kwiatostanów miskanta (Miscanthus x gignatheus) w różnych fazach rozwoju, z izolowanych kwiatków, a także z zalążni i mikrospor. Ponadto, zbadano możliwość ograniczenia produkcji związków fenolowych przez eksplantaty, stosując pożywki o różnym składzie hormonalnym, a także zmodyfikowane dodatkiem związków hamujących produkcję fenoli: kwasu a-aminooksyoctowego (AOA) - inhibitora amoniakoliazy fenyloalaniny oraz poliwinylopirolidonu (PVP). Kalus uzyskano jedynie na pożywkach agarowych z niedojrzałych wiech o długości powyżej 8 cm. Indukcja kalusa trwała około 2 miesięcy. Większość eksplantatów ciemniała już po 2-3 dniach od wyłożenia na pożywkę. Najwięcej przypadków tworzenia się kalusa o białej grudkowatej strukturze obserwowano na pożywce MS z dodatkiem 5 mg·dm⁻³ 2,4-D. Nie wykazano pozytywnego wpływu cytokininy na ilość indukowanego kalusa. W kulturach płynnych związek ten jednakże ograniczał ilość utlenionych związków fenolowych. Dodanie AOA czy PVP nie hamowało nagromadzania się związków fenolowych w kulturach. Izolowane zalążnie i pylniki także szybko ciemniały i obumierały już w pierwszym tygodniu kultury. Również z kultur mikrospor nie udało się uzyskać kalusa, aczkolwiek obserwowane w ciągu pierwszych dni hodowli komórki charakteryzowały się dobrą żywotnością. Nie wykazywały one jednak zdolności do podziałów. Uzyskane wyniki wskazują, jak dużą barierą w wyprowadzeniu kultur tkankowych miskanta olbrzymiego jest silna reakcja tego gatunku na stres, objawiająca się gwałtowną produkcją związków fenolowych. Rozwiązanie tego problemu będzie zatem kluczowe dla rozwinięcia produkcji kalusa miskanta olbrzymiego i rozpoczęcia badań nad indukcją zmienności somaklonalnej.

EN

The aim of the study was the initiation of callus from the immature inflorescences at different development phases, and also from isolated flowers, ovaries and microspores of Miscanthus x gigantheus. Moreover, an effort was made to limit the phenolic synthesis by explants using media supplemented with different hormones and modified with such compounds inhibiting phenolic production as a-aminoxyacetic acid (AOA) or polivinylpirrolidone (PVP). Callus was obtained only on agar media from the immature inflorescences longer than 8 cm. Callus was obtained after 2 month-culture. The most explants darkened already 2-3 days after the isolation. White callus with globular-structure was initiated only on MS medium supplemented with 5 mg·dm⁻³ of 2,4-D. Cytokinine had no positive effect on the number of obtained calli. However, contrary to AOA or PVP in liquid media this hormone limited the amount of oxidized phenolics. Isolated ovaries and anthers also darkened quickly and died already during the first week of culture. Isolated microspores were characterized by a high vitality but they did not divide, and no callus was induced from then. The results obtained indicate what a big barrier for the induction of callus culture of Miscanthus is its strong reaction to stress manifested with phenolic synthesis. The solution of this problem would be crucial to the production of callus of Miscanthus x gigantheus and the beginning of studies on the somaclonal variation.

• Wydawca: -
• Czasopismo: Zeszyty Problemowe Postępów Nauk Rolniczych
• Rocznik: 2007
• Tom: 523
• Opis fizyczny: s.175-184,wykr.,fot.,bibliogr.

Twórcy

autor

Plazek A.

autor

Dubert F.

autor

Zur I.

autor

Waligorski P.

Bibliografia

• Bhat S. R., Chandel K. P. S. 1991. A novel technique to overcome browning in tissue culture. Plant Cell Rep. 10: 358 - 361.
• Humphreys M. W., Zare A. G., Pašakinskienë I., Thomas H., Rogers W. J., Collin H. A. 1998. Interspecific genomic rearrangements in androgenic plants derived from a Lolium multiflorum xFestuca arundinacea (2n = 5x = 35) hybrid. Heredity 80: 78 - 82.
• Holme I. B., Krogstrup P., J. Hansen. 1997. Embryogenic callus formation, growth and regeneration in callues and suspension culture of Miscanthus x ogiformis Honda ‘Gigantheus ’ as affected by proline. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 50: 203 - 210.
• Laukkanen H., Higgman H., Kontunen-Soppeln S., Hohtoln A. 1999. Tissue browning of in vitro cultures of Scots pine: Role of peroxidase and polyphenol oxidase. Physiol. Plant. 106: 337 - 343.
• Lewandowski I. 2006. Miscanthus - a multifunctional biomass crop for the future, w: Alternative plants for sustainable agriculture. S. Jeżowski, M. K. Wojciechowicz, E. Zenkteler (Ed.), PAGEN, Centre of Excellence in Plant Agrobiology and Molecular Genetics, Institute of Plant Genetics, Polish Academy of Sciences 5: 83 - 90.
• Lewandowski I., Kahnt G. 1993. Development of a tissue culture system with unemerged inflorescence of Miscanthus ‘Gigantheus’ for the induction and regeneration of somatic emrbryoids, w: Beitrage zur Biologie der Pflanzen. H. Schraudolf, S. Vogel, F. Weberling (Eds). Duncker & Humblot, Berlin: 439 - 451.
• Lorenzo J. C., Blanco M., PelAez O., GonzAles A., Cid M., Iglesias A., GonzAles B., Escalona P., Espinosa P., Borroto C. 2001. Sugarcane micropropagation and phenolic excretion. Plant Cell & Org. Cult. 65: 1 - 8.
• Murashige T., Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15: 473 - 497.
• Pauk J., Puolimatka M., Tók L., Monostori T. 2000. In vitro androgenesis of triticale in isolated microspore culture. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 61: 221 - 229.
• Petersen K. K. 1997. Callus induction and plant regeneration in Miscanthus x ogiformis Honda ‘Gigantheus’ as influenced by benzyladenine. Plant Cell. Tissue Org. Cult. 9: 137 - 140.
• Zhuang J. J., Jia X. 1983. Increasing differentiation frequencies in wheat pollen callus, w: Cell and Tissue Culture Techniques for Cereal Crop Improvement. Hu H.,Vega M. R. (Eds), Science Press, Beijing: 431.