Effect of inoculation with Hebeloma crustuliniforme on changes in water potential, chlorophyll content and fluorescence in leaves of poplar (Populus ssp.) cultivars differing in age

• Autorzy: Grzesiak M.T. , Wojciechowska B. , Hura T.

Warianty tytułu

PL

Wpływ mikoryzy odmian topoli (Populus ssp.) grzybnią Hebeloma crustuliniforme na zmiany potencjału wody oraz zawartość i fluorescencję chlorofilu w liściach różniących się wiekiem

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

In this experiment a few physiological characters were measured in order to show differences in leaf water potential (Ψ), chlorophyll content (SPAD) and chlorophyll a fluorescence (F0, FM, FV, FV/FM) between leaves differing in age of 3 poplar cultivars inoculated with H. crustuliniforme. In control plants (non-inoculated) differences in water potential and chlorophyll fluorescence parameters between the examined cultivars were slight. Statistically significant differences in water potential and chlorophyll content between non-inoculated and inoculated plants were observed only for young leaves from the upper parts of the plant stem. Similarly, significant differences between treatments in initial fluorescence (F0), maximal fluorescence (FM) and in variable fluorescence (FV) were found in leaves from the middle and upper part of the plant stem. The obtained results indicated that for leaves from the upper, median and lower part of the plant stem significant differences between treatments in maximum quantum yield of PS2 (FV/FM) in leaves from different plant parts in P. petrowskayana were not observed and in P. deltoides cv. Plantierens and P. balsamifera only for leaves from the upper parts of the plant stem. Although those differences between inoculated and non-inoculated plants were relatively small, we may presume, that if they occur through a longer period they may become more distinct causing positive changes in leaves. In conclusion, it is necessary to саrrу out future studies on the mechanism by which the EMC symbiosis influences leaf physiological traits.

PL

U 3 odmian topoli inokulowanych grzybnią H. crustuliniforme określano w liściach różniących się wiekiem zmiany potencjału wody (Ψ), zawartości chlorofilu (SPAD) i parametrów fluorescencji chlorofilu a (F0, FM, FV, FV/FM). U nieinokulownych roślin różnice w potencjale wody, zawartości chlorofilu i parametrów fluorescencji chlorofilu były nieznaczne. Statystycznie istotne różnice potencjału wody i zawartości chlorofilu pomiędzy roślinami nieinokulowanymi a inokulowanymi wykazano dla liści młodszych pochodzących z górnej części łodyg. Podobnie istotne różnice pomiędzy obiektami stwierdzono w pomiarach początkowej (F0), maksymalnej (FM) i zmiennej fluorescencji (FV) dla liści ze środkowej i górnej części łodyg. Dla liści z górnej, środkowej i dolnej części łodyg u P petrowskayana nie stwierdzono statystycznie istotnych różnic pomiędzy obiektami w maksymalnej fotochemicznej wydajności PS II (FM /FV) u P. balsamifera i P. deltoides odm. Plantierens tylko dla liści dolnej części łodyg. Chociaż obserwowane różnice pomiędzy nieinokulowanym i inokulowanym grzybem roślinami były niewielkie można przypuszczać, że jeżeli utrzymują się one przez dłuższy czas to wpływają korzystnie na zmiany obserwowane w liściach. Otrzymane wyniki wskazują na konieczność dalszych badań dotyczących mechanizmów oddziaływania mikoryzy na fizjologiczne procesy zachodzące w liściach.

Słowa kluczowe

EN

inoculation; Hebeloma crustuliniforme; water potential change; chlorophyll content; fluorescence; leaf; poplar; Populus; plant cultivar; plant age; mycorrhiza; leaf age; chlorophyll a fluorescence

• Wydawca: -
• Czasopismo: Zeszyty Problemowe Postępów Nauk Rolniczych
• Rocznik: 2010
• Tom: 545
• Opis fizyczny: p.337-346,fig.,ref.

Twórcy

autor

Grzesiak M.T.

• Institute of Plant Physiology, Polish Academy of Sciences, Niezapominajek 21, 30-239 Krakow, Poland

autor

Wojciechowska B.

autor

Hura T.

Bibliografia

• Anderson T.A., Coats J.R. 1994. Bioremediation through Rhizosphere Technology. ACS Symposium Series 563, Washington D.C.: 1-249.
• Bois G., Bigras F.J., Bertrand A., Piche Y., Fung M.Y.P., Khasa D.P. 2006. Ectomycorrhizal fungi affect the physiological responses of Picea glauca and Pinus banksiana seedlings exposed to an NaCl gradient. Tree Physiology 26: 1185-1196.
• Brundrett M. 2002. Coevolution of roots and mycorrhizas of land plants. New Phytol. 154: 275-304.
• Correa A., Strasser R.J., Martins-Loucao M.A. 2006. Are mycorrhiza always beneficial. Plant and Soil. 279: 65-73.
• Grzesiak M.T., Hura K., Wojciechowska В. 2010. Influence of mycorrhiza on growth, leaf water potential, chlorophyll content and gas exchange in Poplus ssp. cultivars. Zesz. Probl. Post. Nauk Roln. 545: 325-335.
• Johnson NC., Graham J.H., Smith F.A. 1997. Functioning of mycorrhizal associations along the mutaalism-parasition continuum. New Phytol. 135: 575-585.
• Jifon J.L., Gracham J.H., Droillard D.L., Syversen J.P. 2002. Growth depresion of mycorrhizal Citrus seedlings grown at high phosphorus supply is mitigated by elevated CO2. New Phytol. 155: 133-142.
• Koide T. 1985. The nature of growth depression in sunflower caused by vascular-arbuscular mycorrhizal infection. New Phytol. 99: 449-462.
• Kottke I. 2002. Mycorrize-rhizosphere determinats of plant communities, in: Plant roots - the hidden half. Waisel Y., Eshel A., Kafkafi U. (Red.). Marcel Decker Inc. New York, Basek: 919-932.
• Ländhäusser S.M., Muhsin T.M., Związek J.J. 2002. The effect of ectomycorrhizae on water relations in aspen (Populus tremuloides) and white spruce (Picea glauca) at low soil temperatures. Can. J. Bot. 80(6): 684-689.
• Lichtenthaler H.K. 1992. The Kautsky Effect: 60 years of chlorophyll fluorescence induction kinetics. Photosynthetica 27: 45-55.
• Lichtenthaler H.K. 1996. Vegetation stress: an introduction to the stress concept in plants. J. Plant Physiol. 148: 4-14.
• Lichtenthaler H.K., Buschmann C., Knapp M. 2005. How to correctly the different chlorophyll fluorescence parameters and the chlorophyll decrease ratio RFd of leaves with the PAM fluorometer. Photosynthetica 43: 379-393.
• Lichtenthaler H.K., Schweiger J. 1998. Cell wall bound ferulic acid, the major substance of the blue-green fluorescence emission of plants. J. Plant Physiol. 152: 272-282.
• Martin F.M., Perotto S., Bonfante P. 2001. Mycorrhizal fungi: A fungal community at the interface between soil and roots, in: The rhizosfere biochemistry and organic substances at the soil-plant interface. Pinton R., Varanini Z., Nannipieri P. (Red.). Marcel Decker Inc. New York, Basek: 263-296.
• Nguyen H., Calvo Polanco M., Związek J.J. 2006. Gas exchange and growth responses of ectomycorrhizal Picea mariana, Picea glauca, and Pinus banksiana seedlings to NaCl and Na2SO4. Plant Biol. 5: 646-652.
• Polanco M.C., Związek J.J., Voicu M.C. 2008. Responses of ectomycorrhizal American elm (Ulmus americana) seedlings to salinity and soil compaction. Plant and Soil 308: 189-200.
• Rudawska M., Kieliszewska-Rokicka B., Debaut J.C., Lewandowski A., Gay G. 1994. Enzymes of ammonium metabolism in ectendomycorrhizal and ectomycorrhizal symbiosis of pine. Physiol. Plant. 92: 279-285.
• Schroeder M.S., Janos D.P. 2004. Phosphorus and intraspecific density alter plant response to arbuscular mycorrhizas. Plant Soil 264: 335-348.
• Schweiger J., Lang M., Lichtenthaler H.K. 1996. Differences in fluorescence excitation spectra of leaves between stressed and non-stressed plants. J. Plant Physiol. 148: 536-547.
• Siemens J.A., Związek J.J. 2008. Root hydraulic properties and growth of balsam popular (Populus balsamifera) mycorrhizal with Hebeloma crustuliniforme and Wilcoxina var. mikolea. Mycorrhiza 18: 393-401.
• Turnau K., Anielska T., Ryszka P., Gawroński S., Ostachowicz B., Jurkiewicz A. 2008. Establishment of arbuscular mycorrhizal plants originating from xerothermic grasslands on heavy metal rich industrial wastes - New solution for waste revegetation. Plant and Soil 305 (1-2): 267-280.
• Wingler A., Wallenda T. Hampp R. 1996. Mycorrhiza formation on Norway spruce (Picea abies) roots affects the pathway of anaplerotic CO2 fixation. Pysiol. Plant 96: 699-705.
• Yano K., Yamauchi A., Kono Y. 1996a. Distribution of arbuscular mycorrhizas in Penaut root system. Japan. J. Crop Sci. 65: 315-323.
• Yano K., Yamauchi A., Kono Y. 1996b. Modification of root system morphology in a Penaut seedling inocolated with arbuscular mycorrhizal fungus, Gigaspora margarita Backer and Hall. Japan. J. Crop Sci. 65: 361-367.