Capacity for somatic embryogenesis in different pea cultivars

• Autorzy: Gorska-Komplinska K. , Zrobek-Sokolnik A. , Gorecki R.J. , Michalczyk D.J.

Warianty tytułu

PL

Zdolność do somatycznej embriogenezy u wybranych odmian grochu

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

Using the method described by GRIGA (1998), embryoids were obtained (through direct or indirect somatic embryogenesis) in cultures of shoot apical meristems of the following pea cultivars: Bankier, Dino, Hazard, Iłówiecki, Konserwowy IHAR, Kosynier, Makler, Oskar, Pegaz, as well as unregistered line HM-6. With cultivars Izolda and Lantra the efforts at somatic embryogenesis (SE) induction remained unsuccessful. The highest responsiveness to SE induction was observed (after 14 days of treatment with a relatively low concentration of picloram – 2.5 μM) in cultivars Oskar, Hazard and line HM-6, in which embryoids were formed with frequencies of 31, 15.9 and 12.5%, respectively. Increasing picloram level to 5 μM and extending period of induction to 28 days, it was possible to obtain SE efficiency above 10% in cultivars Konserwowy IHAR, Dino and Kosynier. Photoperiod affected SE efficiency and the degree and direction of this influence greatly depended on pea cultivar.

PL

Posługując się metodą GRIGI (1998), uzyskano zarodki somatyczne (na drodze embriogenezy bezpośredniej lub pośredniej) w hodowlach wierzchołków pędów następujących odmian grochu: Bankier, Dino, Hazard, Iłówiecki, Konserwowy IHAR, Kosynier, Makler, Oskar, Pegaz. Próby uzyskania somatycznej embriogenezy u odmian Izolda i Lantra się nie powiodły. U odmian Oskar i Hazard, jak również niezarejestrowanej linii HM-6, indukcja somatycznej embriogenezy zachodziła najwydajniej – po 14-dniowym pobudzaniu pikloramem o stosunkowo niskim stężeniu (2,5 μM) zarodki tworzyły się z częstością odpowiednio: 31, 15,9 i 12.5%. Podwyższenie stężenia pikloramu do 5 μM i wydłużenie czasu indukcji do 28 dni pozwoliło na uzyskanie częstości SE przekraczającej 10% u odmian Konserwowy IHAR, Dino i Kosynier. Fotoperiod wpływał na wydajność SE, a stopień i kierunek tego oddziaływania silnie zależały od odmiany grochu.

• Wydawca: -
• Czasopismo: Polish Journal of Natural Sciences
• Rocznik: 2010
• Tom: 25
• Numer: 2
• Opis fizyczny: p.115-122,ref.

Twórcy

autor

Gorska-Komplinska K.

• Department of Plant Physiology and Biotechnology, University of Warmia and Mazury in Olsztyn, Olsztyn, Poland

autor

Zrobek-Sokolnik A.

autor

Gorecki R.J.

autor

Michalczyk D.J.

Bibliografia

• BELMONTE M.F., TAHIR M., SCHROEDER D., STASOLLA C. 2007. Overexpression of HBK3, a class IKNOX homeobox gene, improves the development of Norway spruce (Piea abies) somatic embryos. J. Exp. Bot. 58: 2851–2861.
• BRODA Z., TORZ L. 1997. Zdolności regeneracyjne lucerny mieszańcowej (Medicago media Pers.) poprzez embriogenezę somatyczną. Zeszyty Naukowe AR w Krakowie 318: 235–238.
• CHHABRA G., CHAUDHARY D., VARMA M., SAINGER M., JAIWAL P.K. 2008. TDZ- induced direct shoot organogenesis and somatic embryogenesis on cotyledonary node explants of lentil (Lens culinaris). Physiol. Mol. Biol. Plants, 14: 347–353.
• DUNCAN D.R, KRIZ A.L., PAIVA R, WIDHOLM J.M. 2003. Globulin-1 gene expression in regenerable Zea mays (maize) callus. Plant Cell Rep., 21: 684–689.
• FAOSTAT Report 2007. http://faostat.fao.org, acces
• GAMBORG O.L, MILLER RA., OJIMA K. 1968. Nutrient requirements of suspension cultures of soybean root cells. Exp. Cell Res., 50: 11–158.
• GARIN E., ISABEL N, PLOURDE A. 1998. Screening of large numbers of seed families of Pinus strobes L. for somatic embryogenesis from immature and mature zygotic embryos. Plant Cell Rep., 18: 37–43.
• GRIGA M. 1993. Some factors affecting somatic embryogenesis efficiency in soybean (Glycine max (L.) Merr.). Biologia Plantarum, 35: 179–189.
• GRIGA M. 1998. Direct somatic embryogenesis from shoot apical meristems of pea, and thidiazuron-induced high comersion rate of somatic. Biologia Plantarum, 41: 481–495.
• HITA O., GALLEGO P., VILLALOBOS N., LANAS I., BLAZQUEZ A., MARTIN J.P., FERNANDEZ J., MARTIN L., GUERRA H. 2003. Improvement of somatic embryogenesis in Medicago arborea. Plant Cell Tiss. Organ Cult. 72: 13–18.
• JOSHI M., SUJATHA K, HAZARA S. 2008. Effect of TDZ and 2,4-D on peanut somatic embryogenesis and in vitro bud deve1opment. Plant Celi Tiss. Organ Cult., 94: 85–90.
• KYSELY W., JACOBSEN H.-J. 1990. Somatic embryogenesis form pea embryos and shoot apices. Plant Cell Tiss. Organ Cult., 20: 7–14.
• LAKSHMANAN P., TAJI A. 2000. Somatic embryogenesis in leguminous plants. Plant Biology, 2: 136–148.
• LEHMINGER-MERTENS R., JACOBSEN H.-J. 1989. Plant regeneration from pea protoplasts via somatic embryogenesis. Plant Cell Rep., 8: 379–382.
• LOISEAU I., MARCHE C., DEUNFF LE 1995. Effects of auxins, cytokinins, carbohydrates and amino acids on somatic embryogenesis induction from soot apices of pea. Plant Cell Tiss. Organ Cult., 41: 267–275.
• MALINOWSKI R., FILIPECKI M., TAGAASH1RA N., WIŚNIEWSKA A., GAJ P., PLADER W., MALEPSZY S. 2004. Xyloglucan endotransglucosylase/hydrolase genes in cucumber (Cucumis sativus) – differential expression during somatic embryogenesis. Physiol. Plant., 120: 678–685.
• MCKERSIE B.D., BROWN D.C.W. 1996. Somatic embryogenesis and artificial seeds in forage legumes. Seed Sci. Res., 6: 109–126.
• MURASHIGE T., SKOOG F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue culture. Physiol. Plant., 15. 437–497.
• NADOLSKA-ORCZYK A. 1992. Somatic embryogenesis of agriculturally important lupinus species (Lupinus angustifolius, L. albus, L. mutabilis). Plant Cell Tiss. Organ Cult., 28: 19–25.
• OZCAN S., BARGHCHI M., FIREK S., DRAPER J. 1993, Efficient adventitions shoot regeneration and somatic embryogenesis in pea. Plant Cell Tiss. Organ Cult., 34: 271–277.
• PODWYSZYŃSKA M., MARASEK A., GABRYSZEWSKA E. 1997. Indukcja tworzenia pędów przybyszowych i zarodków somatycznych w kulturach in vitro tulipana. ZESZ. NAUK. AR W KRAKOWIE, 318: 195–199.
• SALAJOVA T., SALAJ J., KORMUTAK A. 1999. Initiation of embryogenic tissues and plantlet regeneration from somatic embryos of Pinus nigra Arn. Plant Science, 145: 33–40.
• SANAGO M.H.M., SHATTUCK VI., STROMMER J. 1996. Rapid plant regeneration of pea using thidiazuron. Plant Cell Tiss. Organ Cult., 45: 165–168.
• SCHROEDER H.E., SCHOLTZ A.H., WARDLEY-RICHARDSON T., SPENCER D., HIGGINGS T.J.V. 1993. Transformation and regeneration of two cultivars of pea (Pisum sathmm L.). Plant Physiol., 101: 751–757.
• TOMLIN E.S., BRANCH S.R, CHAMBERLAIN D., GABE H., WRIGHT M.S., STEWARD C.N. 2002. Screening of soybean, Glycine max (L.) Merrill, lines for somatic embryo induction and maturation capability from immature cotyledons. In Vitro Cell. Dev. Biol. – Plant, 38: 543–548.
• WALKER D. R., PARROT W.A. 2001. Effect of polyethylene glycol and sugar alcohols on soybean somatic embryo germination and conversion. Plant Cell Tiss. Organ Cult., 64: 55–62.
• WANG C.-T., WEI Z.-M. 2004. Embryogenesis and regeneration of green plantlets from wheat (Triticum aestivum) leaf base. Plant Cell Tiss. Organ Cult., 77: 149–156.
• YASUDA H., NAKAJIMA M., MASUDA H., OHWADA T. 2000. Direct formation of heart- shaped embryos for differentiated single carrot cells in culture. Plant Science, 152: 1–6.