Wrażliwość na kultury in vitro oraz wydajność regeneracji u buraka cukrowego

• Autorzy: Klimek M. , Adamczyk P. , Baranski R.

Warianty tytułu

EN

Sugar beet sensitivity to in vitro conditions and the efficiency of regeneration

• Języki publikacji: PL

Abstrakty

PL

Możliwość przeprowadzenia transformacji genetycznej wymaga opracowania skutecznej techniki regeneracji pędów. Jednakże w przypadku buraka cukrowego (Beta vulgaris L.) pojawia się szereg czynników wpływających, a często dodatkowo ograniczających wydajną morfogenezę. Prezentowane wyniki otrzymano z badań 34 genotypów, u których oceniono tolerancję na warunki prowadzenia kultury in vitro i potencjał namnażania pędów na drodze mikrorozmnażania. Na podstawie intensywności czernienia tkanek wybrano 16 genotypów, które nie wykazywały znaczących zmian nekrotycznych na liściach i charakteryzowały się stosunkowo wysokim potencjałem do namnażania pędów. Wyselekcjonowane genotypy różniły się znacznie pod względem przeżywalności eksplantatów liściowych (18-98%), procentem regenerujących eksplantatów (0-65%) oraz liczbą nowo tworzących się pędów (średnio 0-9). Najbardziej podatny genotyp regenerował pędy na całej powierzchni eksplantatów, co pozwalało na uzyskanie nawet kilkudziesięciu nowych pędów z jednego eksplantatu.

EN

Genetic transformation requires establishing the efficient regeneration procedure. However in sugar beet (Beta vulgaris L.) culture there are however several factors affecting and limiting morphogenesis. The presented results were obtained from 34 genotypes, evaluated for their sensitivity to in vitro conditions and shoot development potential. Based on the intensity of tissue blackening, 16 genotypes were selected which did not show any significant leaf decay and were characterized by a high morphogenic potential. Those genotypes differed considerably in the leaf explant survival rate (19-98%), percentage of regenerated explants (0-65%) and the number of new shoots (0-9 on the average). The most potent genotype regenerated shoots along the whole surface of the explants that allowed a large number of shoots to be obtained per one explant.

• Wydawca: -
• Czasopismo: Zeszyty Problemowe Postępów Nauk Rolniczych
• Rocznik: 2009
• Tom: 534
• Opis fizyczny: s.95-105,rys.,tab.,wykr.,bibliogr.

Twórcy

autor

Klimek M.

• Katedra Genetyki, Hodowli i Nasiennictwa, Uniwersytet Rolniczy im.H.Kołłątaja w Krakowie, al.29 Listopada 54, 31-425 Kraków

autor

Adamczyk P.

autor

Baranski R.

Bibliografia

• Detrez C., Tétu T., Sangwan RS., Sangwan-Norreel BS. 1988. Direct organogenesis from petiole and thin cell layer expiants in sugar beet cultured in vitro. J. Exp. Bot. 39: 917-926.
• Diaz M.A., Costa M.M. 1983. Effect of low salt concentrations on nitrate reductase and peroxidase of sugar beet leaves. J. Exp. Bot. 34: 537-543.
• Dowd P.W., Norton R.A. 1995. Browning-associated mechanism of resistance to insects in corn callus tissues. J. Chem. Ecol. 21: 583-600.
• Freytag A.H., Anand S.C., Rao-Arelli A.P., Owens L.D. 1988. An improved medium for adventitious shoot formation and callus induction in Beta vulgaris L. in vitro. Plant Cell Rep. 7: 30-34.
• Gośka M. 2004. Wpływ cytokinin na morfogenezę buraka cukrowego (Beta vulgaris L.) w kulturach in vitro. Biotechnologia 65: 137-145.
• Grieve T.M., Gartland K.M.A., Elliott M.C. 1997. Micropropagation of commercially important sugar beet cultivars. Plant Growth Regul. 21: 15-18.
• Gürel E. 1997. Callus and root development from leaf explants of sugar beet (Beta vulgaris L.): variability at variety, plant and organ level. Turk. J. Bot. 21: 131-136.
• Gürel E., Gürel S., Lemaux P. 2008. Biotechnology applications for sugar beet. Crit. Rev. Plant Sci. 27: 108-140.
• Gürel S., Gürel E., Kaya Z. 2001. Callus development and indirect shoot production from seedling explants of sugar beet (Beta vulgaris L.) cultured in vitro. Turk. J. Bot. 25: 25-33.
• Gürel S., Topal S., Gürel E. 2003. The effect of pretreating seedlings with TDZ on direct shoot regeneration from petiole explants of sugar beet (Beta vulgaris L.). Asia Pac. J. Mol. Biol. Biotechnol. 11: 57-62.
• Kevers C.L., Sticher C., Penel H., Greppin H., Gaspar Th. 1983. The effect of ergosterol, ergocalciferol and cholecalciferol on calcium-controlled peroxidase secration by sugarbeet cell. Physiol. Plantarum 57: 17-20.
• Krens F.A., Jamar D., Rouwendal G.J.A., Hall R.D. 1990. Transfer of cytoplasm from new Beta CMS source to sugar beet by asymmetric fusion. Theor. Appl. Genet. 79: 390-396.
• Kruczkowska H., Miszke W., Pawłowska H., Skucińska B. 1989. Przydatność różnych eksplantatów nasiennika buraka pastewnego do klonowania in vitro. Acta Agraria et Silvestria 28: 33-42.
• Kulshrestha S., Coutts R.H.A. 1997. Direct somatic embryogenesis and plant regeneration from mature sugarbeet (Beta vulgaris L.) zygotic cotyledons. Plant Growth Regul. 22: 87-92.
• Mishutkina Ya.V., Gaponenko A.K. 2006. Sugar beet (Beta vulgaris L.) morphogenesis in vitro: effects of phytohormone type and concentration in the culture medium, type of explants, and plant genotype on shoot regeneration frequency. Russ. J. Genet. 42: 150-157.
• Murashige T., Skoog E. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tabacco tissue culture. Physiol. Plant. 15: 473-497.
• Owens L.D., Eberts D.R. 1992. Sugarbeet leaf disc culture: an improved procedure for inducing morphogenesis. Plant Cell Tiss. Organ. Cult. 31: 195-201.
• Yildiz M., Onde S., Ozgen M. 2007. Sucrose effects on phenolic concentration and plant regeneration from sugar beet leaf and petiole explants. J. Sugar Beet Res. 44: 1-15.
• Zhong L., Duan S., Kong J., Shaoqing L., Yangsheng L., Yingguo Z. 2007. A single genetic locus in chromosome 1 controls conditional browning during the induction of calli from mature seeds of Oryza sativa ssp. Indica. Plant Cell Tiss. Organ. Cult. 89: 237-245.
• Zhong Z., Smith HG., Thomas TH. 1993. In vitro culture of petioles and intact leaves of sugar beet (Beta vulgaris). Plant Growth Regul. 12: 56-66.

Uwagi

PL

Rekord w opracowaniu