Preferencje help
Widoczny [Schowaj] Abstrakt
Liczba wyników
2008 | 524 |
Tytuł artykułu

Antioxidative responses of cytosol and mitochondria to acid rain of different pH value

Warianty tytułu
Odpowiedź antyoksydacyjna frakcji cytozolowej i mitochondrialnej liści ogórka poddanych działaniu kwaśnego deszczu o różnym stopniu nasilenia
Języki publikacji
Relatively little is known about the direct influence of acid rain (AR) on pro-and antioxidative changes in plant cells. Intercompartmental differences between cytosol and mitochondria were not studied before. Aboveground parts of plants treated with different pH variants of AR and prooxidative changes (lipid peroxidation) as well as antioxidative enzyme activities (ascorbate peroxidase, APx; glutathione peroxidase, GSH-Px) in the cytosolic and mitochondrial fractions were examined. The character of changes in antioxidative enzyme activities and of prooxidative alterations was closely connected with the cell com partment as well as with pH and time after treatment. The activity of both APx and GSH-Px increased more intensively in cytosol. Contrastingly, strong induction of lipid peroxides formation was observed in the mitochondrial fraction. The results suggest that cucumber mitochondria are more susceptible to oxidative damage caused by AR than cytosol. Antioxidative defense of cytosol appeared to provide sufficient protection against the oxidative stress imposed by AR.
Antropogeniczna kwaśna depozycja - deszcz, mgła i śnieg - występująca na znacznych obszarach Europy, Azji oraz Ameryki Północnej, jest czynnikiem stresowym ograniczającym plonowanie roślin. Wpływ kwaśnego deszczu na rozwój roślin jest przedmiotem badań prowadzonych od wielu lat, niewiele jest jednak danych dotyczących bezpośredniego wpływu kwaśnego deszczu na zmiany pro- i antyoksydacyjne w komórkach roślinnych. Nie analizowano różnic w odpowiedzi antyoksydacyjnej poszczególnych kompartmantów komórkowych. Przedmiotem prezentowanych badań były zmiany prooksydacyjne (nadtlenki lipidowe, TBARS), a także zmiany aktywności enzymów antyoksydacyjnych (peroksydaza askorbinianowa, APx; peroksydaza glutationowa, GSH-Px) we frakcji cytozolowej i mitochondrialnej liści roślin ogórka (Cucumis sativus L.), którego części nadziemne jednokrotnie traktowano kwaśnym deszczem o zróżnicowanej wartości pH. Charakter zmian prooksydacyjnych oraz aktywnosć enzymów antyoksydacyjnych był zależny od kompartmentu komórkowego, a także od pH kwaśnego deszczu i czasu po potraktowaniu. Aktywność obydwu enzymów wzrastała intensywniej w cytozolu. Natomiast, silny wzrost stężenia nadtlenków lipidowych był obserwowany we frakcji mitochondrialnej. Uzyskane wyniki sugerują, że mitochondria liści ogórka są bardziej wrażliwym na działanie kwaśnego deszczu kompartmentem niż cytozol. Odpowiedź antyoksydacyjna frakcji cytozolowej wydaje się zapewniać dostateczną ochronę przed działaniem stresu oksydacyjnego wywołanego kwaśnym deszczem.
Opis fizyczny
  • Department of Plant Physiology and Biochemistry, University of Lodz, Banacha 12/16, 90-237 Lodz, Poland
  • Andreyev A. Yu., Kushnareva Yu. E., Starkov A. A. 2005. Mitochondrial metabolism of reactive oxygen species. Biochemistry (Mosc.) 70: 200 - 214.
  • Bartoli C. G., Gómez F., Martinez D. E., Guiamet J. J. 2004. Mitochondria are the main target for oxidative damage in leaves of wheat (Triticum aestivum L.). J. Exp. Bot. 55: 1663 - 1669.
  • Bouwman A. F., Van Vuuren D. P., Derwent R. G., Posch M. 2002. A global analysis of acidification and eutrophication of terrestrial ecosystems. Water Air Soil Pollut. 141: 349 - 382.
  • Bradford M. M. 1976. A rapid and sensitive method for the quantification of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72: 248 - 254.
  • Burgess N., Beakes G. W., Thomas D. R. 1985. Separation of mitochondria from microbodies of Pisum sativum L. cv. Alaska cotyledons. Planta 166: 151 - 155.
  • Di Cagno R., Guidi L., De Gara L., Soldatini G. F. 2001. Combined cadmium and ozone treatments affect photosynthesis and ascorbate-dependent defences in sunflower. New Phytol. 151: 627 - 636.
  • Evans L. S., Lewin K. F., Patt M. J. 1984. Effects of simulated acidic rain on yields of field-grown soybeans. New Phytol. 96: 207 - 213.
  • Ferenbaugh R.W. 1976. Effects of simulated acid rain on Phaseolus vulgaris L. (fabaceae). Am. J. Bot. 63: 283 - 288.
  • Gabara B., Skłodowska M., Wyrwicka A., Glińska S., Gapińska M. 2003. Changes in the ultrastructure of chloroplasts and mitochondria and antioxidant enzyme activity in Lycopersicon esculentum Mill. leaves sprayed with acid rain. Plant Sci. 164: 507 - 516.
  • Gechev T. S., van Breusegem F., Stone J. M., Denev I., Laloi C. 2006. Reactive oxygen species as signals that modulate plant stress responses and programmed cell death. BioEssays 28: 1091 - 1101.
  • Gidrol X., Serghini H., Noubhani A., Mocquot B., Mazliak P. 1989. Biochemical changes induced by accelerated aging in sunflower seeds. I. Lipid peroxidation and membrane damage. Physiol. Plant 76: 591 - 597.
  • Gimeno L., Marin E., del Teso T., Bourhim S. 2001. How effective has been the reduction of SO₂ emissions on the effect of acid rain on ecosystems? Sci. Total Environ. 275: 63 - 70.
  • Gravano E., Ferretti M., Bussotti F., Grossoni P. 1999. Foliar symptoms and growth reduction of Ailanthus altissima Desf. in an area with high ozone and acidic deposition in Italy. Water Air Soil Pollut. 116: 267 - 272.
  • Haines B., Stefani M., Hendrix F. 1980. Acid rain: threshold of leaf damage in eight plant species from a southern Appalachian forest succession. Water Air Soil Pollut. 14: 403 - 407.
  • Hopkins J., Tudhope G. R. 1973. Glutathione peroxidase in human red cells in health and disease. Br. J. Haematol. 25: 563 - 575.
  • Jones A. 2000. Does the plant mitochondrion integrate cellular stress and regulate programmed cell death? Trends Plant Sci. 5: 225 - 230.
  • Kulshrestha U. C., Kulshrestha M. J., Sekar R., Sastry G. S. R., Vairamani M. 2003. Chemical characteristics of rainwater at an urban site of south-central India. Atmos. Environm. 37: 3019 - 3026.
  • Kuźniak E., Skłodowska M. 1999. The effect of Botrytis cinerea infection on ascorbate-glutathione cycle in tomato leaves. Plant Sci. 148: 69 - 76.
  • Kuźniak E., Skłodowska M. 2001. Ascorbate, glutathione and related enzymes in chloroplasts of tomato leaves infected by Botrytis cinerea. Plant Sci. 160: 723 - 731.
  • Kuźniak E., Skłodowska M. 2004. The effect of Botrytis cinerea infection on the antioxidant profile of mitochondria from tomato leaves. J. Exp. Bot. 55: 605 - 612.
  • Mittler R. 2002. Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance. Trends Plant Sci. 7: 405 - 410.
  • Nakano Y., Asada K. 1981. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant Cell Physiol. 22: 867 - 880.
  • Neufeld H. S., Jernstedt J. A., Haines B. L. 1985. Direct foliar effect of simulated acid rain. I. Damage, growth and gas exchange. New Phytol. 99: 389 - 405.
  • Rosborg I., Nihlgard B., Gerhardsson L. 2003. Inorganic constituents of well water in one acid and one alkaline area of south Sweden. Water Air Soil Pollut. 142: 261 - 277.
  • Sant’Anna-Santos B. F., Silva L. C., Azevedo A. A., Aguiar R. 2006. Effects of simulated acid rain on leaf anatomy and micromorphology of Genipa americana L. (Rubiaceae). Braz. Arch. Biol. Technol. 49: 313 - 321.
  • Soares A., Ming Y. J., Pearson J. 1995. Physiological indicators and susceptibility of plants to acidifying atmospheric pollution: a multivariate approach. Environm. Pollut. 87: 159 - 166.
  • Spiteller G. 2003. The relationship between changes in the cell wall, lipid peroxidation, proliferation, senescence and cell death. Physiol. Plant 119: 5 - 18.
  • Stoyanova D. 1997/98. Effects of simulated acid rain on anatomy of primary leaves of Phaseolus vulgaris. Biol. Plant. 40: 581 - 588.
  • Stoyanova D., Velikova V. 1997/98. Effects of simulated acid rain on chloroplast ultrastructure of primary leaves of Phaseolus vulgaris. Biol. Plant. 40: 589 - 595.
  • van Lis R., Atteia A. 2004. Control of mitochondrial function via photosynthetic redox signals. Photosynth. Res. 79: 133 - 148.
  • Vercesi A. E., Borecky J., Maia I. G., Arruda P., Cuccovia I. M., Chaimovich H. 2006. Plant uncoupling mitochondrial proteins. Annu. Rev. Plant Biol. 57: 383 - 404.
  • Warrilow A. G. S., Hawkesford M. J. 1998. Separation, subcellular location and influence of sulphur nutrition on isoforms of cysteine synthase in spinach. J. Exp. Bot. 49: 1625 - 1636.
  • Willekens H., Van Camp W., Van Montagu M., Inze D., Langebartels C., Sanderman H. 1994. Ozone, sulfur dioxide and ultraviolet B have similar effects on mRNA accumulation of antioxidant genes in Nicotiana plumbaginifolia L. Plant Physiol. 106: 1007 - 1014.
  • Wyrwicka A., Skłodowska M. 2006. Influence of repeated acid rain treatment on antioxidative enzyme activities and on lipid peroxidation in cucumber leaves. Evironm. Exp. Bot. 56: 198 - 204.
  • Yagi K. 1982. Assay for serum lipid peroxide level its clinical significance, in: Lipid Peroxides in Biology and Medicine. Yagi K. (Ed.). Academic Press Inc., London, New York: 223 - 241.
  • Yu J. Q., Ye S. F., Huang L. F. 2002. Effects of simulated acid precipitation on photosynthesis, chlorophyll fluorescence, and antioxidative enzymes in Cucumis sativus L. Photosynthetica 40: 331 - 335.
Typ dokumentu
Identyfikator YADDA
JavaScript jest wyłączony w Twojej przeglądarce internetowej. Włącz go, a następnie odśwież stronę, aby móc w pełni z niej korzystać.