Phenolic acids of walnut (Juglans regia L.)

• Autorzy: Chrzanowski G. , Leszczynski B. , Czerniewicz P. , Sytykiewicz H. , Matok H. , Krzyzanowski R.

Warianty tytułu

PL

Kwasy fenolowe orzecha włoskiego (Juglans regia L.)

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

The chromatographic separations showed the presence of eleven free phenolic acids (trans-cinnamic, o-coumaric, p-coumaric, chlorogenic, ferulic, gallic, caffeic, p-hydroxybenzoic, syringic, tannic and vanillic) in the walnut tissues. The p-hydroxybenzoic acid was a predominant compound in the green husks (618.8 µg·g-1), though, high content of it was found in leaves obtained in July (478.3 µg·g-1). The content of chlorogenic acid in green husks of walnut (306.7 µg·g-1) was twice higher than that in the leaves obtained in July. Similar level of coumaric acids was determined in the leaves and green husks (o-coumaric: 42.4–48.2 µg·g-1; p-coumaric: 78.6–94.3 µg·g-1), though, o-coumaric acid was not found in May-leaves. Moreover, leaves of walnut possessed high content of caffeic acid (leaves obtained in May – 456.9; leaves obtained in July – 262.1 µg·g-1) and ferulic acid (leaves obtained in May – 93.5; leaves obtained in July – 292.5 µg·g-1). The predominant compound of the male inflorescences was vanillic acid (359.5 µg·g-1). The green husks of walnut were rich in polyphenolic acids, syringic (427.0 µg·g-1) and tannic (237.4 µg·g-1). However, the content of tannic acid was higher in the leaves - especially in leaves collected in May (350.7 µg·g-1). In tested tissues of walnut, gallic acid was found in the lowest concentration (male inflorescences – 32.7 µg·g-1and leaves obtained in July – 12.7 µg·g-1). In general, there was a great variation in a level of the phenolic acids between the studied organs of the walnut; nevertheless, walnut tissues are precious source of phenolic acids.

PL

Analiza chromatograficzna kwasów fenolowych ekstrahowanych z tkanek orzecha włoskiego wykazała obecność jedenastu kwasów: trans-cynamonowego, chlorogenowego, ferulowego, galusowego, kawowego, o- i p-kumarowego, p-hydroksybenzoesowego, syryngowego, taninowego i wanilinowego. Dominującym związkiem zielonych owocni orzecha włoskiego (618,8 µg·g-1) oraz liści zbieranych w lipcu (478,3 µg·g-1) był kwas p-hydroksybenzoesowy. Najwyższą zawartość kwasu chlorogenowego (306,7 µg·g-1), dwukrotnie większą niż w liściach stwierdzono w zielonych owocniach. Stwierdzono, że zawartość kwasów kumarowych w liściach i zielonych owocniach była na podobnym poziomie (kwas o-kumarowy: 42,4–48,2 µg·g-1, kwas p-kuamrowy: 78,6-94,3 µg·g-1), przy czym liście zbierane w maju nie zawierały kwasu o-kumarowego. Ponadto liście orzecha włoskiego bogate były w kwas kawowy (majowe – 456,9, lipcowe – 262,1 µg·g-1) oraz ferulowy (majowe – 93,5, lipcowe – 292,5 µg·g-1). Dominującym składnikiem kwiatostanów męskich był kwas wanilinowy (359,5 µg·g-1). Zielone owocnie orzecha bogate były również w kwasy polifenolowe, syryngowy (427,0 µg·g-1) oraz taninowy (237,4 µg·g-1), chociaż zawartość kwasu taninowego wyższa była w liściach, zwłaszcza zbieranych w maju (350,7 µg·g-1). W badanych organach orzecha, najniższym stężeniem charakteryzował się kwas galusowy i jego obecność wykazano jedynie w męskich kwiatostanach (32,7 µg·g-1) oraz liściach zbieranych w lipcu (12,7 µg·g-1). Phenolic acids of walnut (Juglans regia L.) Podsumowując należy stwierdzić, że organy orzecha włoskiego charakteryzuje duża zmienność w zawartości kwasów fenolowych, niemniej orzech włoski stanowi cenne źródło kwasów fenolowych.

Słowa kluczowe

EN

phenolic acid; walnut; Juglans regia; hydroxycinnamic acid; hydroxybenzoic acid; plant organ

• Wydawca: -
• Czasopismo: Herba Polonica
• Rocznik: 2011
• Tom: 57
• Numer: 2
• Opis fizyczny: p.22-29,fig.,ref.

Twórcy

autor

Chrzanowski G.

• Department of Biochemistry and Molecular Biology, Siedlce University of Natural Sciences and Humanities, Prusa 14, 08-110 Siedlce, Poland

autor

Leszczynski B.

autor

Czerniewicz P.

autor

Sytykiewicz H.

autor

Matok H.

autor

Krzyzanowski R.

Bibliografia

• 1. Verpoorte R. Secondary metabolism. In: Verpoorte R, Alferman AW (eds.). Metabolic engineering of plant secondary metabolism. Dordreht, The Nederlands 2000:1-87.
• 2. Fukuda T, Ito H, Yoshida T. Antioxidative polyphenols from walnuts (Juglans regia L.). Phytochemistry 2003; 63(7):795-801.
• 3. Ohsugi M, Fan W, Hase K, Xiong Q, Tezuka Y, Komatsu K et al. Active-oxygen scavenging activity of traditional nourishing-tonic herbal medicines and active constituents of Rhodiola sacra. J Ethnopharm 1999; 67(1):111-19.
• 4. Bruneton J. Pharmacognosie, phytochimie, plantesmedicinales. Paris 1999:418-19.
• 5. Oliveira I, Sousa A, Ferreira ICFR, Bento A, Estevinho L, Pereira JA. Total phenols, antioxidant potential and antimicrobial activity of walnut (Juglans regia L.) green husks. Food Chem Toxicol 2008; 46(7):2326- 31.
• 6. Kowalski R, Wolski T. Evaluation of phenolic acid content in Siphium perfoliatum L. leaves, inflorescences and rhizomes. EJPAU, Horticulture 2003; 6(1):art-03.
• 7. Amaral JS, Seabra RM, Andrade PB, Valentão P, Pereira JA, Ferreres F. Phenolic profile in the quality control of walnut (Juglans regia L.) leaves. Food Chem 2004; 88(3):373-9.
• 8. Wichtl M, Anton R. Plantes therapeutiques. Paris 1999:214-16.
• 9. Jakopic J, Veberic R, Stampar F. Extraction of phenolic compounds from green walnut fruits in different solvents. Acta Agric Slovenica 2009; 93(1):11-15.
• 10. Jakopic J, Solar A, Colaric M, Hudina M, Veberic R, Stampar F. The influence of ethanol concentration on content of total and individual phenolics in walnut alcoholic drink. Acta Alimentaria 2008; 37(2):233-9.
• 11. Demo A, Petrakis C, Kefalas P, Boskou D. Nutrient antioxidants in some herbs and Mediterranean plant leaves. Food Res Int 1998; 31(5):351-4.
• 12. Rice-Evans CA, Miller NJ, Paganga G. Structure-antioxidant activity relationships of flavonoids andphenolic acids. Free Radical Biol Med 1996; 20(7):933-56.
• 13. Nakatani N, Kayano S, Kikuzaki H, Sumino K, Katagiri K, Mitani T. Identification, quantitativedetermination, and antioxidative activities of chlorogenic acid isomers in prune (Prunusdomestica L.). J Agric Food Chem 2000; 48(11):5512-16.
• 14. Santiago R, Malvar RA, Baamonde MD, Revilla P, Souto XC. Free phenols in maize pith and their relationship with resistance to Sesamianonagrioides (Lepidopotera: Noctuidae) attack. J Econ Entomol 2005; 98(4):1349-56.
• 15. Fernandez MA, Garcia MD, Saenz MT. Antibacterial activity of the phenolic acids fractions of Sclophularia frutescens and Sclophularia sambucifolia. J Ethnopharmacol 1996; 53(1):11-14.
• 16. Zheng W, Wang SY. Antioxidant activity and phenolic compounds in selected herbs. J Agric Food Chem 2001; 49:5165-70.