Cryopreservation of in vitro-grown shoot tips of chrysanthemum by encapsulation-dyhydration

• Autorzy: Zalewska M. , Kulus D.

Warianty tytułu

PL

Krioprezerwacja pąków wierzchołkowych chryzantemy metodą kapsułkowania-dehydratacji

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

Chrysanthemums are amongst the most economically important flowers in the world. The protection and storage of these valuable genetic resources is of great importance. Today, cryopreservation, or the storage of biological material at the temperature of liquid nitrogen (-196°C), is believed to be the most promising long-term storage method. To optimise the cryopreservation protocol, the shoot tips of Chrysanthemum * grandiflorum /Ramat./ Kitam. ‘Lady Orange’ and ‘Lady Salmon’ mutants were cryopreserved using the encapsulation-dehydration technique. During the experiment, the influence of sucrose concentration (2, 3 and 6%) during preculture and the concentration of kinetin (0.25, 0.5, 0.75 and 1.0 mg dm-3) in the regrowth medium were tested. A higher survival rate was observed for ‘Lady Salmon’. In general, the media with higher sucrose levels provided the best survival and recovery rates (35-40%). Kinetin had no influence on the survival rate; however, it influenced the morphogenesis of the plants. The lowest number of explants forming multiple shoots was observed on the medium with the lowest sucrose (during preculture) and kinetin (in the recovery medium) concentration. On the other hand, the best rhizogenesis efficiency was observed when 0.25 mg dm'3 kinetin was added. In conclusion, the composition of both preculture and recovery media need to .be adjusted to single cultivars. The use of 3% sucrose (preculture) and 0.25 mg dm-3 kinetin (recovery) seems reasonable, since it guarantees a satisfying recovery rate of the explants and at the same time prevents the formation of callus and multiple shoots, stimulating the rooting instead.

PL

Chryzantemy zaliczane są do najpopularniejszych i najbardziej dochodowych kwiatów na świecie (zarówno doniczkowych jak i ciętych). Z tych względów ochrona tych cennych zasobówroślinnychnabieraszczególnegoznaczenia. Obecnie to krioprezerwacja (przechowywanie materiału biologicznego w temperaturze ciekłego azotu; -196°C) uważana jest za najbardziej efektywną metodę ochrony roślinnych zasobów genowych. Celem badań była optymalizacja procedury krioprezerwacji metodą kapsułkowania- dehydratacji pąków wierzchołkowych mutantów chryzantemy wielkokwiatowej ‘Lady Orange’ oraz ‘Lady Salmon’. Zbadano wpływ stężenia sacharozy w trakcie prekultury (2, 3 i 6%) oraz kinetyny w pożywce wzrostowej (0,25, 0,5, 0,75 oraz 1,0 mg dm3). Uzyskane wyniki zależne były od odmiany. ‘Lady Salmon’ cechowała się większą przeżywalnością. Pożywki z wyższymi zawartościami sacharozy w trakcie prekultury zapewniły najwyższą przeżywalność oraz potencjał wzrostowy eksplantatów poddanych mrożeniu (35- 40%). Stężenie kinetyny nie miało wpływu na przeży walność eksplantatów, jednakże wpłynęło na morfogenezę uzyskanych roślin (procent eksplantatów tworzących zwielokrotnioną liczbę pędów oraz korzenie). Najmniej eksplantatów tworzących pędy wielokrotne zaobserwowano na pożywce z najniższym stężeniem sacharozy (w trakcie prekultury) oraz kinetyny (w pożywce wzrostowej). Natomiast ryzogeneza najwydajniej przebiegała właśnie po dodaniu 0,25 mg dm3 kinetyny. Z przeprowadzonych badań wynika, iż skład zastosowanych pożywek (zarówno na etapie prekultury, jak i odtwarzania) musi być dostosowany nie tylko do indywidualnych wymagań gatunków, ale także poszczególnych odmian. Zastosowanie 3% sacharozy (prekultura) oraz 0,25 mg dm3 kinetyny (odtwarzanie) wydaje się być optymalne, gdyż zapewnia zadawalającą przeżywalność, chroniąc jednocześnie przed rozwojem kalusa i regeneracją pędów wielokrotnych, stymulując za to ukorzenianie roślin.

• Wydawca: -
• Czasopismo: Folia Horticulturae
• Rocznik: 2013
• Tom: 25
• Numer: 2
• Opis fizyczny: p.133-140,fig.,ref.

Twórcy

autor

Zalewska M.

• Department of Ornamental Plants and Vegetable Crops - Laboratory of Biotechnology, University of Technology and Life Sciences in Bydgoszcz, Bernardynska St. 6, 85-029 Bydgoszcz, Poland

autor

Kulus D.

• Department of Ornamental Plants and Vegetable Crops - Laboratory of Biotechnology, University of Technology and Life Sciences in Bydgoszcz, Bernardynska St. 6, 85-029 Bydgoszcz, Poland

Bibliografia

• ANTONY J.J.J., SINNIAH U.R., KENG C.L., POBATHY R., KHODDAMZADEH A.A., SUBRAMANIAM S., 2011. Selected potential encapsulation-dehydration parameters on Dendrobium ‘Bobby Messina’ protocorm-like bodies using TTC analysis. Aust. J. Crop. Sci. 5(13): 1817-1822.
• ENGELMANN F., 2008. The development of encapsulation dehydration. In: Plant Cryopreservation: A practical guide. B.M. Reed (ed.), Springer, Corvallis. ENGELMANN F., 2011. Use of biotechnology for conservation of plant biodiversity. In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant 47: 5-16.
• FUKAI S., Got M., TANAKA M., 1991. Cryopreservation of shoot tips of Chrysanthemum morifolium and related species native to Japan. Euphytica 54: 201-204.
• FUKAI S., GOI M., TANAKA M., 1994. The chimeric structure of the apical dome of chrysanthemum (Dendranthema grandiflorum (Ramat.) Kitam.) is affected by cryopreservation. Sci. Hort. 57: 347-351.
• HALMAGYI A., FISCHER-KLUVER G., MIX-WAGNER G., SCHUMACHER H.M., 2004. Cryopreservation of Chrysanthemum morifolium (Dendranthema grandiflora Ramat.) using different approaches. Plant Cell Rep. 22: 371-375.
• HALMAGYI A., PINKER I., 2006. Plant regeneration from Rosa shoot tips cryopreserved by a combined droplet vitrification method. Plant Cell Tissue Organ Cult. 84(2): 100129-100137.
• HITMI A., SALLANON H., BARTHOMEUF C., 1997. Cryopreservation of Chrysanthemum cinerariae- folium Vis. cells and its impact factor on their pyrethrin biosynthesis ability. Plant Cell Rep. 17: 60-64.
• HITMI A., BARTHOMEUF C., SALLANON H., 2000a. Cryopreservation of Chrysanthemum cinerariae- folium shoot tips. J. Plant Physiol. 156(3): 408-412.
• HITMI A., COUDRET A., BARTHOMEUF C., SALLANON H. , 2000b. Role of intracellular water retention strength in freezing tolerance of Chrysanthemum cinerariaefolium Vis. cell cultures. J. Plant Physiol. 157(1): 47-53.
• MARTIN C., CERVERA M.T., GONZALEZ-BENITO M.E., 2011. Genetic stability analysis of chrysanthemum (CIvysanthemum x morifolium Ramat) after different stages of an encapsulation-dehydration cryopreservation protocol. J. Plant Physiol. 168: 158-166.
• MARTIN C., GONZALEZ-BENITO E., 2009. Cryopreservation and genetic stability of Dendranthema grandiflora Tzvelev in vitro cultures. Agrie. Food Sci. 18: 129-135.
• MIKUŁA A., FIUK A., RYBCZYŃSKI J.J., 2005. Induction, maintenance and preservation of embryogenic competence of Gentiana cruciata L. cultures. Acta Biol. Crac. Bot. 47: 227-236.
• MIKUŁA A., JATA K., RYBCZYŃSKI J.J., 2009. Cryopreservation strategies for Cyathea austi'alis (R. BR.) domin. CryoLetters 30(6): 429-439.
• MURASHIGE T., SKOOG F., 1962. A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15: 473-497.
• OSORIO-SAENZ A., MASCORRO-GALLARDO J.O., Rocío VALLE-SANDOVAL M., GONZÁLEZ-ARNAO M.T., ENGELMANN F., 2011 a. Genetically engineered trehalose accumulation improves cryopreservation tolerance of chrysanthemum (Dendranthema grandiflorum Kitam.) shoot-tips. CryoLetters 32(6): 477-86.
• OSORIO-SAENZ A., MASCORRO-GALLARDO J.O., RODRÍGUEZ DE LA O.J.L., LÓPEZ C.M., GONZÁLEZ-ARNAO M.T., 2011 b. Cryopreservation of chrysanthemum shoot-tips (Dendranthema grandiflorum Kitam) by encapsulation-dehydration and vitrification. Rev. Chapingo Ser. Hortic. 17: 33-43.
• PAWŁOWSKA B., BACH A., 2011. Cryopreservation by encapsulation-dehydration of in vitro grown shoot buds of Rosa ‘New Dawn’. Acta Hort 908: 303-307. PINKER I., ABDEL-RAHMAN S.S.A., 2005. Artificial seeds for propagation of Dendranthema x grandiflora (Ramat.). Propag. Omam. Plants 5(4): 186-191. SAKAI A., MATSUMOTO T., HIRAI D., NIINO T., 2000. Newly development encapsulation-dehydration protocol for plant cryopreservation. CryoLetters 21(1): 53-62. SUZUKI M., ISHIKAWA M., OKUDA H., NODA K., KISHIMOTO T., NAKAMURA T., et al., 2006. Physiological changes in Gentian axillary buds during two-step preculturing with sucrose that conferred high levels of tolerance to desiccation and cryopreservation. Ann. Bot. 97: 1073-1081.
• TEIXEIRA DA SILVA J.A., FUKAI S., 2003. Four gene introduction methods affect the shoot regeneration and localization of transgene expression in greenhouse stem explants and in vzfro-grown chrysanthemum stem thin cell layers. Afr. J. Biotechnol. 2(5): 114-123.
• ZALEWSKA M., 2010. In vitro adventitious bud techniques as a tool in creation of new chrysanthemum cultivars. In: Floriculture: role of tissue culture and molecular techniques. S.K. Datta and D. Chakrabarty (eds), Pointer Publishers, Jaipur.
• ZALEWSKA M., LEMA-RUMIŃSKA J., MILER N., 2007. In vitro propagation using adventitious buds technique as a source of new variability in chrysanthemum. Sci. Hortic. 113: 70-73.
• ZALEWSKA M., TYMOSZUK A., MILER N., 2011. New chrysanthemum cultivars as a result of in vitro mutagenesis with the application of different explant types. Acta Sci. Pol. Hortorum Cultus 10(2): 109- 123.