Ograniczenie brązowienia i wzrost kalusa w kulturach in vitro łubinu żółtego

• Autorzy: Czura A. , Pindel A.

Warianty tytułu

EN

Limitation of callus browning during its development in in vitro cultures of yellow lupin

• Języki publikacji: PL

Abstrakty

PL

Indukcja i wzrost kalusa w kulturach in vitro łubinu napotyka na szereg trudności związanych głównie z szybkim starzeniem się kultur, wynikającym z syntezy dużej ilości związków fenolowych. Skutkiem wzmożonej syntezy i utleniania fenoli jest brązowienie eksplantatów i postępująca degeneracja. Aby zminimalizować niekorzystne procesy zachodzące podczas kultury in vitro łubinu żółtego (Lupinus luteus L.) odmiany Parys zastosowano różne antyutleniacze oraz absorbenty jako dodatki do pożywek. Zbadano wpływ azotanu srebra, węgla aktywnego i poliwinylopirolidonu (PVP 10) na opóźnienie bądź wyeliminowanie ciemnienia kultur kalusa, jak również wpływ tych substancji na przyrost i strukturę hodowanej tkanki. W doświadczeniu eksplantaty wyłożono na 3 rodzaje pożywek indukcyjnych, różniących się stężeniem i rodzajem regulatorów wzrostu. Jako dodatki do pożywek zastosowano badane antyutleniacze i absorbenty. Zawartość związków fenolowych oznaczono za pomocą metody fotometrycznej z odczynnikiem Folina. Najintensywniejszy wzrost kalusa zaobserwowano na pożywkach zawierających azotan srebra, stopień zbrązowienia oraz zawartość fenoli były obniżone w porównaniu z warunkami kontrolnymi. Najniższy poziom fenoli stwierdzono w kalusie rosnącym na pożywkach zawierających PVP 10, jednak przyrost tkanki był w tym przypadku mocno ograniczony.

EN

Callus induction and growth in in vitro culture of lupin meet a lot of difficulties, connected especially with rapid aging of culture. Browning of explants and progressive tissue necrosis is the result of intensified oxidation of phenolic compounds. In order to eliminate unfavourable changes in in vitro culture of yellow lupin (Lupinus luteus L.) cv. Parys, media were supplemented with various antioxidants and absorbents. The influence of silver nitrate, activated charcoal and polyvinylpyrrolidone (PVP 10) on elimination of callus darkening was investigated, as well as the effect of those substances on callus structure and proliferation. In the experiment, explants were cultivated on 3 kinds of induction media, differentiated with the concentration and type of growth regulators. Tested antioxidants and absorbents were added directly to the basal medium. Content of phenolic compounds in callus was estimated using photometric method with Folin reagent. The highest growth rate of callus was obtained on media supplemented with silver nitrate; these media were also useful in browning limitation. The lowest phenols’ accumulation was obtained in callus cultivated on media supplemented with PVP 10, but the growth rate of tissue was there clearly limited, as compared with the control medium.

• Wydawca: -
• Czasopismo: Zeszyty Problemowe Postępów Nauk Rolniczych
• Rocznik: 2007
• Tom: 522
• Opis fizyczny: s.449-455,tab.,bibliogr.

Twórcy

autor

Czura A.

• Katedra Botaniki Akademia Rolnicza im. H. Kołłątaja, Al. 29 Listopada 54, 31-425 Kraków

autor

Pindel A.

• Katedra Botaniki Akademia Rolnicza im. H. Kołłątaja, Al. 29 Listopada 54, 31-425 Kraków

Bibliografia

• AYLIN OZUDOGRU E., OZDEN-TOKATLI Y., AKCIN A. 2005. Effect of silver nitrate on multiple shoot formation of Virginia - type peanut through shoot tip culture. In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant 41: 151-156.
• CHRAIBI K.M.B., LATCHE A., ROUSTAN J.P., FALLOT J. 1991. Stimulation of shoot regeneration from cotyledons of Helianthus annuus by the ethylene inhibitors, silver and cobalt. Plant. Cell Rep. 10: 204-207.
• GAMBORG O.L., MILLER R.A., OJIMA K. 1968. Nutrient requirements of suspension culture of soybean root cells. Exp. Cell Res. 50(1): 151-158.
• MEDEROS-MOLINA S., TRUJILLO M.I. 1999. Elimination of browning exudate and in vitro development of shoots in Pistacia vera L. cv. Mateur and Pistacia atlantica Desf. culture. Acta Soc. Bot. Pol. 68(1): 21-24.
• MURASHIGE T., SKOOG F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant 15(3): 473-497.
• PESTANA M.C., LACORTE C., DE FREITAS V.G., DE OLIVEIRA D.E., MANSUR E. 1999. In vitro regeneration of peanut (Arachis hypogaea L.) through organogenesis: effect of culture temperature and silver nitrate. In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant 35: 214-216.
• PHOPLONKER M.A., CALIGARI P.D.S. 1993. Cultural manipulations affecting callus formation from seedling explants of the pearl lupin (Lupinus mutabilis Sweet.). Ann. Appl. Biol. 123(2): 419-432.
• PINDEL A., LECH M. 1993. Badania nad organogenezą trzech odmian łubinu żółtego (Lupinus luteus L.). Zesz. Nauk. AR w Krakowie, Ogrodnictwo 21: 51-58.
• SATOR C. 1985. Studies on shoot regeneration of lupins (Lupinus sp.). Plant Cell Rep. 4: 126-128.
• SKRZYPEK E., DUBERT F. 1997. Wpływ różnych czynników antyutleniających na indukcję i żywotność kalusa bobiku (Vicia faba ssp. minor). Materiały II Ogóln. Konf. „Zastosowanie kultur in vitro w fizjologii roślin”, Kraków, 21-23 XI 1996: 211-216.
• SKRZYPEK E., DUBERT F. 2002. Wzrost, różnicowanie i regeneracja bobiku (Vicia faba L. minor) w kulturach in vitro. Zesz. Probl. Post. Nauk Rol. 488: 555-564.
• ZENKTELER E. 2000. Systemy wegetatywnego rozmnażania paproci in vivo oraz in vitro. Wyd. Nauk. UAM, Poznań: 150 ss.
• ZGAGACZ S.E., RYBCZYŃSKI J.J. 1995. Kultury kalusowe łubinu zmiennego (Lupinus mutabilis Sweet.). Abstrakt: Materiały z konferencji i sympozjów 50 Zjazdu PTB, Kraków: 477.

Uwagi

PL