Mikrorozmnazanie topinamburu [Helianthus tuberosus L.]

• Autorzy: Dolinski R

Warianty tytułu

EN

Micropropagation of Jerusalem artichoke [Helianthus tuberosus L.]

• Języki publikacji: PL

Abstrakty

PL

W badaniach stosowano zestalaną agarem (0,75%) pożywkę MS. Pąki spoczynkowe wycięte z bulw odmiany Albik odkażano przez 7 minut w 0,1% HgCl₂, płukano w sterylnej wodzie i wykładano do słoików (0,2 litra) na pięć różnych pożywek indukcyjnych. Różniły się one zawartością IAA (0 lub 0,1 mg·dm⁻³) i BAP (od 0,5 do 1,5 mg·dm⁻³). Po 28 dniach pędy odcinane od zdrowych eksplantatów przenoszono do pożywki ukorzeniającej z 15 g sacharozy·dm⁻³ i 0,1 mg IAA·dm⁻³. Po następnych 4 tygodniach z młodych roślin odcinano wierzchołki pędów i eksplantaty węzłowe, które umieszczano w pożywkach regenaracyjnych. Miały one 15 g sacharozy·dm⁻³, różniły się stężeniem i rodzajem auksyny (0 lub 0,1 mg IAA·dm⁻³ lub 0,1 mg NAA·dm⁻³). Po 3 tygodniach zregenerowane rośliny przenoszono do doniczek z glebą i poddawano hartowaniu. 60,9% oczek H. tuberosus rozwijało pędy na pożywce bez hormonów, ale udział eksplantatów z pędami wzrastał wraz ze wzrostem stężenia cytokininy (do 93,7%). Przy najwyższym poziomie BAP otrzymano najwięcej (3,07) pędów i były one najdłuższe. W pierwszym etapie badań obserwowano masowe ujawnianie się endofitów. Po 4 tygodniach kultury udział eksplantatów z objawami rozwoju grzybów lub bakterii wahał się od 39,6 do 50%. Szybkość wytwarzania korzeni na pożywce ukorzeniającej zależała od masy pędów. Badana odmiana topinamburu wykazała się dużą zdolnością do mikrorozmnażania z wierzchołków pędów i eksplantatów węzłowych otrzymywanych z młodych sterylnych roślin. Najlepsze rośliny rozwijały się na pożywce z IAA, miały one mniejszą masę od regenerujących na pożywce z NAA, ale ich pędy były grubsze i miały więcej międzywęźli.

EN

Studies dealt with the agar-solidified (0.75%) MS medium. Dormant buds cut out from tubers of Albik cv. were disinfected for 7 minutes with 0.1% HgCl₂, washed out using sterile water and placed into the glass jars (0.2 dm³ capacity) on 5 inducing media. They differed with IAA (0 or 0.1 mg·dm⁻³) and BAP contents (from 0.5 to 1.5 mg·dm⁻³). After 28 days, shoots cut out from healthy explants were transferred into rooting medium consisting of 15 g·dm⁻³ sucrose and 0.1 mg·dm⁻³ IAA. After subsequent 4 weeks, shoot tips and node explants were cut out from young plants and placed in regeneration mediums, which contained 15 g·dm⁻³ sucrose and differed with concentration and type of auxin (0 or 0.1 mg·dm⁻³ IAA or NAA). Regenerated plants were transferred into pots filled with the soil after 3 weeks, then subjected to seasoning. In total, 60.9% H. tuberosus buds developed shoots on medium with no hormone, but the percentage of explants with shoots increased along with the cytokinin concentration (up to 93.7%). At the highest BAP level, the largest number (3.07) of the longest shoots was achieved. Massive occurrence of endophytes was observed at the first stage of experiment. After 4 weeks of culture, the share of explants with fungal or bacterial development symptoms ranged from 39.6% to 50%. Rate of root production on rooting medium depended on the weight of shoots transferred. Studied Jerusalem artichoke variety showed great ability to micropropagation from shoot tips and node explants cut out from young sterile plants. The best plants developed on medium with IAA. They had less weight than those regenerating on medium with NAA, but their shoots were thicker and with larger internode number.

Słowa kluczowe

PL

wierzcholek pedu; paki spoczynkowe bulw; sadzonki wezlowe; Helianthus tuberosus; eksplantaty; rozmnazanie roslin; mikrorozmnazanie; slonecznik bulwiasty

EN

shoot apex; dormant bud; Helianthus tuberosus; explant; plant propagation; micropropagation; Jerusalem artichoke

• Wydawca: -
• Czasopismo: Zeszyty Problemowe Postępów Nauk Rolniczych
• Rocznik: 2007
• Tom: 517
• Numer: 1
• Opis fizyczny: s.235-243,tab.,bibliogr.

Twórcy

autor

Dolinski R

• Instytut Genetyki, Akademia Rolnicza, ul.Akademicka 15, 20-934 Lublin

Bibliografia

• Anioł-Kwiatkowska J. 1996. Słonecznik bulwiasty to również roślina lecznicza. Wiadomości Lekarskie 12: 12-13.
• Antosiewicz I. 1997. Żywność o określonych funkcjach prozdrowotnych - żywność funkcjonalna na tle doświadczeń japońskich. Żywność Żywienie a Zdrowie 4: 346-352.
• Bach A. 2001. Rozmnażanie wegetatywne, w: Biotechnologia roślin. Malepszy S. (red.). PWN, Warszawa: 498-519.
• Cassells A. C., Walsh M. 1995. Screening for Sclerotinia resistance in Helianthus tuberosus L. (Jerusalem artichoke) varieties, lines and somaclones, in the field and in vitro. Plant Pathology 44(3): 428-437.
• Ceglarek F., Zarzecka K. 2003. Słonecznik bulwiasty, w: Szczegółowa uprawa roślin. Jasińska Z., Kotecki A. (red.). AR we Wrocławiu: 383-389.
• Cieślik E., Filipiak-Florkiewicz A. 2000. Topinambur (Helianthus tuberosus L.) możliwości wykorzystania do produkcji żywności funkcjonalnej. Żywn. Nauka Techn. Jakość. 1(22): 73-81.
• Devi P., Rani S. 2002. Agrobacterium rhizogenes induced rooting of in vitro regenerated shoots of the hybrid Helianthus annuus x Helianthus tuberosus. Scientia Horticulture 93(2): 179-186.
• Doliński R. 2004. Ocena polskich odmian koniczyny czerwonej pod względem zdolności do somatycznej embriogenezy. Biotechnologia 2(65): 123-130.
• Fambrini M., Cionini G., Pugliesi C. 1997. Acquisition of high embryogenic potential in regenerated plants of Helianthus annuus x H. tuberosus. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 51: 103-110.
• Góral S. 1996. Topinambur - słonecznik bulwiasty - Helianthus tuberosus L., w: Nowe rośliny uprawne na cele spożywcze, przemysłowe i jako odnawialne źródło energii. Nalborczyk E. (red.). SGGW: 76-86.
• Góral S. 1999. Wartość użytkowa topinamburu (Helianthus tuberosus L.). Zesz. Probl. Post. Nauk Rol. 468: 89-94.
• Klimont K. 2004. Przydatność wybranych gatunków roślin użytkowych do rekultywacji terenów zdewastowanych. Zesz. Probl. Post. Nauk Rol. 497(2): 673-684.
• Kopcewicz J. 2002. Rozwój wegetatywny, w: Fizjologia roślin. Kopcewicz J., Lewak S. (red.). PWN, Warszawa: 498-519.
• Kowalczyk-Juśko A. 2003. Topinambur, w: Rośliny energetyczne. Kościk B. (red.). AR w Lublinie: 96-110.
• Kryszczuk A. 1999. Termoterapia i kultura merystemów jako jedna z metod uzyskiwania roślin ziemniaka wolnych od wirusów. Biul. IHAR 212: 151-157.
• Lewak S. 2002. Spoczynek roślin, w: Fizjologia roślin. Kopcewicz J., Lewak S. (red.). PWN, Warszawa: 557-566.
• Murashige T., Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue culture. Physiologia Plantarum 15: 473-497.
• Nawracała J., Konieczny G., Ulman S. 1997. Wpływ różnych kombinacji stężenia BA i NAA na regenerację roślin soi z osi zarodkowych niedojrzałych nasion. Zesz. Nauk. AR w Krakowie 348(50): 153-156.
• Nemcova B., Nasinec V., Chloupek O. 1987. Klonovani vojtesky in vintro. Rostlinna vyroba 33(11): 1207-1213.
• Ozgen M., Altinok S., Ozcan S., Sevimay C.S. 1997. In vitro micropropagation of alfalfa (Medicago sativa L.) cultivars. Abstract Turkish J. Bot. 21(5): 275-278.
• Philips G.C., Collins G.B. 1979. In vitro tissue culture of selected legumes and plant regeneration from callus cultures of red clover. Crop Sci. 19: 59-64.
• Rybczyński J.J., Podyma E. 1993. Micropropagation of some Lupinus species from seedling explants. Genetica Polonica 34(3): 237-247.
• Skała E., Wysokińska H. 2001. Mikrorozmnażanie Salvia sclarea L. i Salvia splendes Ker.- Gawl. Annales UMCS. sectio EEE, vol. 9, suppl.: 319-325.
• Szweykowska A., Szweykowski J. 2003. Słownik botaniczny. WP, Warszawa: 828.
• Wieczorek A. 1988. The Jerusalem artichoke as an energy source. Acta Alimentaria Polonica 2: 115-121.
• Zaklukiewicz K. 1983. The effect of thermoteraphy, meristem size and medium on the obtainment of potato plants and their healthiness. Zesz. Probl. Post. Nauk Rol. 291: 379-383.
• Zaklukiewicz K. 1989. Kolekcja odmian ziemniaka in vitro. Hod. Rośl. i Nas. 5/6: 1-5.
• Zenkteler E. 1998. Współczesne metody wykrywania i eliminowania drobnoustrojów podczas mikrorozmnażania. Biotechnologia 1(40): 149-166.