Effect of inulin and oligofructose on caecal pH during various thiamine doses administration in rats

• Autorzy: Drywien M.

Warianty tytułu

PL

Wplyw inuliny i oligofruktozy na pH tresci jelita slepego szczurow w warunkach deficytu oraz podawania zroznicowanych dawek tiaminy

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

A 15-day experiment was performed on male Wistar rats allocated into three blocks diversified by a daily thiamine dose: 0, 20, 40 μg/day/rat. In each block the rats were divided into five groups depending on the type of diet: control group (FF) – fructan-free diet; experimental groups (I-5, I-10, OF-5, OF-10) – diets containing: 5%, 10% of inulin, as well as 5%, 10% of oligofructose respectively. Thiamine-free experimental diets were prepared according to AIN-93M recommendations, where inulin and oligofructose were added instead of wheat starch. The thiamine was administered per os as a water solution. Compared to the initial value, caecal pH decreased in all groups of rats. The daily thiamine dose as well as the kind of fructan influenced caecal pH. There could be observed the synergistic action of inulin and thiamine in decreasing pH. Inulin and oligofructose, due to prebiotic properties, can cause fluctuations in the caecum pH but the direction of changes is closely dependent on the presence of dietary thiamine. The most suitable pH values for endogenous thiamine uptake are reported during dietary deficit of this vitamin, independently on the type and dose of fructan.

PL

Przeprowadzono 15-to dniowe doświadczenie z wykorzystaniem szczurów (samców) szczepu Wistar. Obejmowało ono trzy bloki zróżnicowane pod względem dawki tiaminy: 0, 20, 40 μg/dzień/szczura. W każdym z nich zwierzęta podzielono na grupy zależnie od rodzaju podawanej diety: grupa kontrolna (FF) – dieta bez prebiotyku; grupy badane (I-5, I-10, OF-5, OF-10) – diety zawierające odpowiednio: 5%, 10% inuliny lub 5%, 10% oligofruktozy. Diety doświadczalne, pozbawione tiaminy, przygotowano zgodnie z zaleceniami AIN-93M, w których część skrobi pszennej zastąpiono odpowiednimi dodatkami w/w prebiotyków. Tiaminę podawano per os w postaci roztworu wodnego. Na podstawie uzyskanych wyników stwierdzono, że pH treści jelita ślepego obniżyło się we wszystkich badanych grupach w porównaniu do grupy wyjściowej, która otrzymywała paszę bytową granulowaną (rys. 1 i 2). Zarówno dawka jak i rodzaj prebiotyku wpłynęły na pH treści jelita ślepego szczura. Zaobserwowano również synergistyczne działanie inuliny i tiaminy w obniżaniu pH (rys. 3). Inulina i oligofruktoza, dzięki prebiotycznym właściwościom, mogą zmieniać pH treści jelita ślepego szczurów ale kierunek zmian jest ściśle uzależniony od obecności tiaminy pokarmowej. Najodpowiedniejsze wartości pH dla wchłaniania tiaminy endogennej stwierdzono w warunkach deficytu tej witaminy w diecie, niezależnie od rodzaju i ilości fruktanu.

Słowa kluczowe

EN

caecal pH; rat; thiamine dose; inulin; oligofructose; prebiotic

• Wydawca: -
• Czasopismo: Polish Journal of Food and Nutrition Sciences
• Rocznik: 2007
• Tom: 57
• Numer: 2
• Opis fizyczny: p.253-256,fig.,ref.

Twórcy

autor

Drywien M.

• Warsaw Agricultural University, Nowoursynowska 159C, 02-776 Warsaw, Poland

Bibliografia

• 1. Buddington R.K., Kelly-Quagliana K., Buddington K.K., Kimura Y., Non-digestible oligosaccharides and defense functions: lessons learned from animal models. Brit. J. Nutr., 2002, 87 (Suppl. 2), 231–239.
• 2. Campbell J.M., Fahey Jr G.C., Wolf B.W., Selected indigestible oligosaccharides affect large bowel mass, cecal and fecal shortchain fatty acids, pH and microflora in rats. J. Nutr., 1997, 127, 130–136.
• 3. Cary J.W., Bhatnagar D., Nucleotide sequence of a Aspergillus parasiticus gene strongly repressed by thiamine. Biochim. Biophys. Acta, 1995, 1261, 319–320.
• 4. Chu S., Montrose M.H., Transepithelial SCFA fluxes link intracellular and extracellular pH regulation of mouse colonocytes. Comp. Biochem. Physiol., 1997, 118, 403–405.
• 5. Cummings J.H., Macfarlane G.T., Englyst H.N., Prebiotic digestion and fermentation. Am. J. Clin. Nutr., 2001, 73, 415S–420S.
• 6. Drywień M., Influence of inulin and oligofructose on endogenous thiamine level in urine and faeces. Medycyna Wet., 2005, 61, 931–933 (in Polish).
• 7. Drywień M., Koźlicka B., Influence of inulin and oligofructose on blood serum thiamine level. Żyw. Człow. Metab., 2003, 30, 1150–1153 (in Polish).
• 8. Durand M., Bernalier A., Dore J., Hydrogen metabolism in the colon. 1996, in: COST Action 92: Dietary fibre and fermentation in the colon (eds. Y. Malkki, J.H. Cummings). European Commission Brussels, pp. 58–70.
• 9. Gibson G.R., Dietary modulation of the human gut microflora using the prebiotics oligofructose and inulin. J. Nutr., 1999, 129, 1438–1441.
• 10. Juśkiewicz J., Zduńczyk Z., Effects of cellulose, carboxymethylocellulose and inulin fed to rats as single supplements or in combinations on their caecal parameters. Comp. Bioch. Physiol. – Part A, 2004, 139, 513–519.
• 11. Kleessen B., Hartmann L., Blaut M., Oligofructose and longchain inulin: influence on the gut microbial ecology of rats associated with a human faecal flora. Br. J. Nutr., 2001, 86, 291– 300.
• 12. Le Blay G., Michel C., Blottiere H.M., Cherbut C., Prolonged intake of fructooligosaccharides induces a short-term elevation of lactic acid-producing bacteria and a persistent increase in cecal butyrate in rats. J. Nutr., 1999, 129, 2231–2235.
• 13. Liescher S., Sind die Därme des mit Muttermilch ernährten Säuglings vorherrschenden Bifidusbacterien als nutzliche Vitaminlieferanten für den Säuglings-Organismus anzusehen. Z. Kinderheik, 1961, 85, 265–276.
• 14. Macfarlane G.T., Gibson G.R., Macfarlane S., Short chain fatty acids and lactate production by human intestinal bacteria grown in batch and continuous cultures. 1994, in: Short Chain Fatty Acids (eds. H.J. Binder, J. Cummings, C. Soergel). Kluwer Academic Publishers, London, pp. 44–60.
• 15. Maundrell K., Nmt1 of fission yeast. A highly transcribed gene completely repressed by thiamine. J. Biol. Chem., 1990, 265, 10857–10864.
• 16. Molis Ch., Flourie B., Ouarne F., Gailing M.F., Lartigue S., Digestion, excretion, and energy value of fructooligosaccharides in healthy humans. J. Am. Clin. Nutr., 1996, 64, 324–328.
• 17. Nishimura H., Kawasaki Y., Kaneko Y., Nosake K., Iwashima A., A positive regulatory gene, THI3, is required for thiamine metabolism in Saccharomyces cerevisia. J. Bacteriol., 1992, 174, 4701–4706.
• 18. Nishizawa Y., Physiological activity of bifidobacteria. Shonika Shinryo, 1960, 23, 1213–1218.
• 19. Rains T.M., Emmert J.L., Baker D.H., Shay N.F., Minimum thiamine requirement of weanling Sprague-Dawley Outbred rats. J. Nutr., 1997,127, 167–170.
• 20. Reidling J.C., Subramanian V.S., Dudeja P.K., Said H.M., Expression and promoter analysis of SLC19A2 in the human intestine. Bioch. Bioph. Acta, 2002, 1561, 180–187.
• 21. Reeves P.G., Components of the AIN-93 diets as improvements in the AIN-76A diet. J. Nutr., 1997, 127, 838–841.
• 22. Rindi G., Laforenza U., Thiamine intestinal transport and related issues: recent aspects. Proceed. Soc. Exp. Biol. Med., 2000, 224, 246–255.
• 23. Roberfroid M.B., Van Loo J.A.E., Gibson G.R., The bifidogenic nature of chicory inulin and hydrolysis products. J. Nutr., 1998, 128, 11–19.
• 24. Said H.M., Ortiz A., Subramanian V.S., Neufeld E.J., Moyer M.P., Dudeja P.K., Mechanism of thiamine uptake by human colonocytes: studies with cultured colonic epithelial cell line NCM460. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol., 2001, 281, 144–150.
• 25. Webb E., Febres F., Downs D.M., Thiamine pyrophosphate negatively regulates transcription of some thi genes of Salmonella typhimurium. J. Bacteriol., 1996, 178, 2533–2538.
• 26. Zduńczyk Z., Juśkiewicz J., Wróblewska M., Krol B., Physiological effects of lactulose and inulin in the caecum of rats. Arch. Anim. Nutr., 2004, 89–98.