Use of o-phosphoserine [OPS] for the separation of peptides on immobilized copper ions

• Autorzy: Karas M

Warianty tytułu

PL

Wykorzystanie OPS w procesie rozdzialu peptydow na unieruchomionych jonach miedzi

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

Recent research into the structure and properties of proteins and peptides as physiologically active diet components has spurred a new interest in the isolation and investigation of bioactive peptides of animal, plant and microbiological origin. The isolation and separation of protein and peptide mixtures requires advanced procedures. It usually involves a multi-stage separation process on chromatographic columns with various packing. Immo- bilised Metal Ion Affinity Chromatography (IMAC) is frequently used in the complex process of obtaining peptide fractions. Affinity Chromatography (IMAC) relies on the specific interactions between amino acids, their reactive groups in proteins and peptides and „transitory” metal ions, in particular Cu2+. Those ions are immobilised by the chelating compound on the bed, forming specific adsorbents which bind proteins and peptides. The aim of this study was to determine whether o-phosphoserine (OPS) can be used for the immobilization of copper ions on Sephadex G25 during the separation of peptides and proteins isolated from string beans. Frozen pods of dwarf, green-podded string bean cv. Fana were used in the study. Peptide were extracted from well-homogenized string bean pods with tris-HCl buffer (pH 7.5), from which high molecular weight proteins were isolated with methanol, acetone, 20% trichloroacetic acid and the Magnafloc M-22S cation flocculant. The protein and peptide content of the separated fractions was determined. The peptide content depended on the type of extract from which high molecular weight proteins were isolated. The results obtained by using OPS as a chelating agent in the separation of string bean can be recommended for analysis of plant peptides.

PL

Rozwój nauki o strukturze oraz właściwościach białek i peptydów jako fizjologicznie aktywnych składnikach diety przyczynił się do wzrostu zainteresowania izolowaniem i badaniem bioaktywnych peptydów pochodzenia zwierzęcego, roślinnego i mikrobiologicznego. Izolowanie i rozdział mieszanin białek i peptydów wymaga zaawansowanej procedury. Stosuje się zazwyczaj kilkustopniowy rozdział na kolumnach chromatograficznych z różnym wypełnieniem. W tak skomplikowanym procesie otrzymywania frakcji peptydowych szerokie zastosowanie znalazła chromatografia powinowactwa na unieruchomionych jonach metali IMAC (Immobilized Metal Ion Affinity Chromatography). Chromatografia powinowactwa wykorzystuje specyficzne oddziaływania między aminokwasami oraz ich reaktywnymi ugrupowaniami w białkach i peptydach a jonami metali „przejściowych”, szczególnie zaś z Cu2+. Jony te są immobilizowane przez związek chelatujący na złożu, i w ten sposób stanowią specyficzne adsorbenty wiążące białka lub peptydy. Celem pracy było zbadanie przydatności OPS (o-fosfoseryny) jako czynnika unieruchamiającego jony miedzi na złożu w procesie rozdziału peptydów i białek wyizolowanych z fasoli szparagowej metodą IMAC. Materiałem do badań były mrożone strąki fasoli szparagowej karłowatej zielonostrąkowej, odmiany Fana. Peptydy i białka izolowano z fasoli szparagowej buforem Tris-HCl, z otrzymanego ekstraktu białka wysokocząsteczkowe wydzielono: metanolem, acetonem, 20% kwasem trichlorooctowym i kationowym flokulantem Magnafloc M-22S. W otrzymanych frakcjach oznaczono zawartość białka i peptydów. Peptydy obecne w fasoli szparagowej charakteryzowały się zbliżonym powinowactwem do jonów miedzi. Wykazano, że rozdział peptydów zależy w małym stopniu od właściwości czynnika zastosowanego podczas usuwania białek z ekstraktu. Przebieg rozdziału z wykorzystaniem OPS jako czynnika chelatującego w technice IMAC z powodzeniem może być stosowany do rozdziału peptydów z ekstraktów roślinnych.

Słowa kluczowe

EN

o-phosphoserine; separation; peptide; immobilized copper ion; copper ion; metal ion; protein; diet component; bioactive peptide

• Wydawca: -
• Czasopismo: Journal of Elementology
• Rocznik: 2010
• Tom: 15
• Numer: 1
• Opis fizyczny: p.101-110,fig.,ref.

Twórcy

autor

Karas M

• University of Life Sciences in Lublin, Skromna 8, 20-704 Lublin, Poland

Bibliografia

• Adler-Nissen J. 1979. Determination of the degree of hydrolysis of food protein hydrolysates by trinitrobenzenosulfonic acid. J. Agric. Food Chem., 27: 1256-1262.
• Baraniak B., Krzepiłko A. 2005. Wydzielanie i zdolności przeciwutleniające peptydów hydrolizatów wybranych nasion strączkowych [Separation and antioxidant properties of hydrolysate peptides of some leguminous plants]. W: Enzymatyczna modyfikacja składników żywności. Red. E. Kołakowski, W. Bednarski, S. Bielicki, Wyd. AR Szczecin, 183-204 (in Polish).
• Bosiacki M., Tyksiński W. 2009. Copper, zinc, iron and manganese content in edible parts of some fresh vegetables sold on markets in Poznań. J. Elementol., 14(1): 13-22.
• Bradford M. 1976. A rapid and sensitive method for a qantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem., 72: 248-254.
• Chaga G., Ersson B., Porath J. 1996. Isolation of calcium-binding proteins on selective adsorbents. Application to purification of bovine calmodulin. J. Chromatogr., 732: 261-269.
• Chaga G., Hopp J. Nelson P. 1999. Immobilized metal ion affinity chromatography on Co2+- carboxymethylaspartate-agarose Superflow, as demonstrated by one-step purification of lactate dehydrogenase from chicken breast muscle. Biotechnol. Appl. Biochem., 29: 19-24.
• Chaga G. 2001. Twenty five years of immobilized metal ion affinity chromatography: past, present and future. J. Biochim. Biophys. Methods, 49: 313-334.
• Chaouk H., Hearn MT. 1999. New ligand, N-(2-pyridylmethyl)aminoacetate, for use in the immobilised metal ion affinity chromatographic separation of proteins. J. Chromatogr., 852: 105-115.
• Chen H.-M., Muramoto K., Yamauchi F. 1995. Structural analysis of antioxidative peptides from soybean a-conglycinin. J. Agric. Food Chem., 43: 574-578.
• George S., Sivasankar B., Jayaraman K., Vijayalakshmi M. 1997. Production and separation of the methionine rich fraction from chick pea protein hydrolysate generated by proteases of Bacillus amyloliquefaciens. Proc. Biochem., 32(5): 401-404.
• Glynou K., Ioannou P., Christopoulos T. 2003. One-step purification and refolding of recombinant photoprotein aequorin by immobilized metal-ion affinity chromatography. Protein Expr. Purif., 27: 384-390.
• Habeeb A. 1966. Determination of free amino groups in proteins by trinitrobenzenosulfonic acid. Anal. Biochem., 14: 328-336.
• Li Y., Agrawal A., Sakon J., Beitle R. 2001. Characterization of metal affinity of green fluorescent protein and its purification through salt promoted, immobilized metal affinity chromatography. J. Chromatogr., 909: 183-190.
• Liesiene J., Racaityte K., Morkeviciene M., Valancius P., Bumelis V. 1997. Immobilized metal affinity chromatography of human growth hormone. Effect of ligand density. J. Chromatogr., 764: 27-33.
• Ohkubo I., Kondo T., Taniguchi N. 1980. Purification of nucleoside diphosphatase of rat liver by metal-chelate affinity chromatography. Biochim. Biophys. Acta, 616: 89-93.
• Porath J., Olin B. 1983. Immobilized metal ion affinity adsorption and Immobilized metal ion affinity chromatography of biomaterials. Serum protein affinities for gel-immobilized iron and nickel ions. Biochemistry, 22: 1621-1630.
• Saito T., Yamaji A., Takatoshi J. 1991. A new method of isolation of caseinoglicopeptide from sweet cheese whey. J. Dairy Sci., 74: 2831-2837.
• Senze M, Kowalska-Góralska M., Pokorny P. 2009. Metals in chosen aquatic plants in a lowland dam reservoir. J. Elementol., 14 (1): 147-56.
• Sharma S., Agarwal G. 2001. Interaction of proteins with immobilized metal ions: a comparative analysis using various isotherm models. Anal. Biochem., 288: 126-140.
• Ueda E., Gout P., Morganti L. 2003. Current and prospective applications of metal ion-protein binding. J. Chromatogr., 988: 1-23.
• Vancan S., Everson M., Bueno S. 2002. IMAC of human IgG: studies with IDA-immobilized copper, nickel, zinc, and cobalt ions and different buffer systems. Proc. Biochem., 37: 573-579.
• Varlamov V., Lopatin S., Ilyja A., Bannikova G., Chlenov M. 1995. New approaches to chromatographic purification of bovine dopamine-jd-hydroxylaseJ. Chromatogr., 711: 113-118.
• Zachariou M., Hearn M. 2000. Adsorption and selectivity characteristics of several human serum proteins with immobilized hard Lewis metal ion-chelate adsorbents. J. Chromatogr., 890: 95-116.