PL EN


Preferencje help
Widoczny [Schowaj] Abstrakt
Liczba wyników
2014 | 13 | 1 |
Tytuł artykułu

Initiation and stabilization of trumpet creeper (Campsis radicans (L.) Seem.) tissue cultures

Warianty tytułu
PL
Inicjacja i stabilizacja kultur tkankowych milinu (Campsis radicans (L.) Seem.)
Języki publikacji
EN
Abstrakty
EN
A trumpet creeper (Campsis radicans) is a very decorative shrub propagated vegetatively through cuttings. So far, there is no available information on micropropagation of this beautiful species. Determination of the optimal sterilization methods as well as types and concentrations of plant growth regulators as medium constituents is one of the most important factors of successful micropropagation. With the aim of optimization of in vitro initiation and multiplication of C. radicans, the effect of different methods of disinfection and terms of explants isolation on contamination rate of cultures as well as the influence of cytokinins on growth and branching of shoots was studied. The cytokinins used in the experiments were: benzyladenine (BA), isopentenyl adenine (2-iP) and kinetin (KIN). The obtained results show that contamination rate is a very significant problem to overcome in order to initiate tissue cultures of C. radicans. The best results were observed when explants were excised in spring (May), shortly after the vegetation had started (88% contamination rate). Soaking initial the fragments in a mixture solution of Topsin M 500SC and streptomycine for 12 hours decreased the contamination rate of explants from 100 to 94%. The shoot tips are more suitable to establish the tissue culture of a trumpet creeper, in comparison to nodes with axillary buds. The multiplication rate after two subcultures was 2.6–3.7 for shoot tips (depending on the media) and 1.9–2.1 for nodes. The cytokinins used in the experiment had a significant influence on multiplication rate of C. radicans. The highest number of good quality shoots was obtained on the media supplemented with KIN in concentration of 2 mg˙dm-3
PL
Milin (Campsis radicans) to bardzo dekoracyjny krzew, który rozmnaża się wegetatywnie za pomocą sadzonek. Obecnie nie ma informacji dotyczących mikrorozmnażania tej pięknej rośliny. Określenie najlepszej metody dezynfekcji oraz optymalnego rodzaju i stężenia regulatorów wzrostu w pożywce to jedne z najważniejszych czynników udanego mikrorozmnażania. W celu optymalizacji inicjacji oraz rozmnażania w warunkach in vitro C. radicans badano wpływ różnych metod dezynfekcji i terminów pobierania eksplantatów na poziom zakażeń oraz wpływ cytokinin na wzrost i rozkrzewianie pędów milinu. W badaniach wykorzystano następujące cytokininy: benzyloadeninę (BA), izopentenyloadeninę (2-iP) i kinetynę (KIN). Uzyskane wyniki wskazują, Że zakażenia to bardzo poważny problem przy inicjacji kultur tkankowych milinu. Najlepsze rezultaty uzyskano, gdy eksplantaty inicjalne były pobierane w maju (wiosną), krótko po rozpoczęciu wegetacji (88% zakażonych kultur). Moczenie fragmentów inicjalnych w mieszaninie Topsin M 500SC oraz streptomycyny przez 12 godzin zmniejszyło procent zakażeń z 100 do 94. Stwierdzono też, Że do inicjacji i stabilizacji kultur milinu bardziej nadają się wierzchołki pędów niż węzły. Współczynnik rozmnażania po dwóch pasażach wyniósł2,6–3,7 dla wierzchołków pędów (w zależności od pożywki) oraz 1,9–2,1 dla węzłów. Cytokininy użyte w doświadczeniu miały znaczący wpływ na rozmnażanie C. radicans. Najwięcej dobrej jakości pędów uzyskano na pożywce zawierającej KIN w stężeniu 2 mg˙dm-3.
Słowa kluczowe
EN
Wydawca
-
Rocznik
Tom
13
Numer
1
Opis fizyczny
p.179-189,ref.
Twórcy
autor
  • University of Life of Sciences in Lublin, Lublin, Poland
autor
  • Department of Ornamental Plants and Landskape Architecture, University of Life of Sciences in Lublin, Gleboka 28, Lublin, Poland
autor
  • University of Life of Sciences in Lublin, Lublin, Poland
  • University of Life of Sciences in Lublin, Lublin, Poland
autor
  • University of Life of Sciences in Lublin, Lublin, Poland
Bibliografia
  • Adamus A., 1996. Podstawowe wiadomości o kulturach in vitro. In: Zastosowanie metod biotechnologicznych w hodowli roślin, B. Michalik (ed.). Drukol S.C., Kraków, 5–15.
  • Bach A., 2004. Produkcja roślin in vitro na Świecie. Rozmnażanie wegetatywne. In: Biotechnologia roślin, S. Malepszy (ed.). PWN Warszawa, 261–272.
  • Bach A., Kraus D., Grabarczyk D., 1996. Mikrorozmnażanie pigwowca japońskiego (Chaenomeles japonica Lindl.). Zesz. Nauk. ATR Bydgoszcz, Rolnictwo 197(39), 115–121. Ban I., 2011. On assessing the effect of rooting stimulators and substrate of the roots’ develop-ment and growth of Buddleia davidii and Campsis radicans shoots. J. Hort. Forest. Biotech. 15(3), 182–187.
  • Beeler J.E., Armel G.R., Brosnan J.T., Vargas J.J., Klingeman W.E., Koepke-Hill R.M., Bates G.E., Kopsell D.A., Flanagan P.C., 2012. Trumpet creeper control with various Indole-3-acetic acid mimics and diflufenzopyr. HortTech. 22(5), 677–681.
  • Bertin R.I., 1982. Floral biology, hummingbird pollination and fruit production of trumpet creeper (Campsis radicans, Bignoniaceae). Am. J. Bot. 69, 122–134.
  • Bertin R.I., Barnes C., Guttman S.I., 1989. Self-sterility and cryptic self-sterility in Campsisradicans (Bignoniaceae). Bot. Gazette 150, 397–403.
  • Bhatt I.D., Dhar U., 2004. Factors controlling micropropagation of Myrica esculenta buch. – Ham. ex D. Don: a high value wild edible of Kumaun Himalaya. Afr. J. Biotechnol. 3(10), 534–540.
  • Carelli B.P., Echeverrigaray S., 2002. An improved system for the in vitro propagation of rose cultivars. Sci. Hort. 92, 69–74.
  • Chachalis D., Reddy K.N., 2000. Factors affecting Campsis radicans seed germination and seed-ling emergence. Weed Sci. 48, 212–216.
  • Cheng Z.-M., Osburn L., 2005. Micropropagation of two Lonicera species for genetic engineering for sterility. SNA Research Conference 50, 398–400.
  • Dąbski M., Parzymies M., 2006. Wpływ cytokinin na namnaŻanie powojnika całolistnego (Cle-matis integrifolia L.) in vitro. Zesz. Probl. Post. Nauk Rol. 510, 119–125.
  • Debergh P., Aitken-Christie J., Cohen D., Grout B., von Arnold S., Zimmerman R., Ziv M., 1992. Recorsideration of the term “vitrification” as used in micropropagation. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 30, 135–140.
  • Edwards J.T., Oliver L.R., 2004. Emergence and growth of trumpet creeper (Campsis radicans) as affected by rootstock size and planting depth. Weed Technol. 18, 816–819.
  • Evers P., Haanstra L., Wermeer E., van Eeeden S., 1996. Influence of reverse change on micro-propagation of Quercus suber. Plant Tiss. Cult. Biotech. 2, 148–154.
  • Giri C.C., Shyamkumar B., Anjaneyulu C., 2004. Progress in tissue culture, genetic transformation and applications of biotechnology to trees: an overview. Trees 18, 115–135.
  • Hashem F.A., 2007. Free radical scavenging activity of the flavonoids isolated from Tecoma radicans. IJBAS 3(1), 49–53.
  • Horn W.A.H., 1992. Micropropagation of rose(Rosa L.). Biotechnology in Agriculture and For-estry 20, 320–342.
  • Hosoki T., Kobayakawa H., Ohta K., 2003. Micropropagation of chocolate cosmos (Cosmos atrosanguineus) by repeated division of nodes/axillary shoots and adventitious shoots from microshoots. Acta Hort. 625, 261–265.
  • Huang L.C., Huang B.L., Murashige T., 1998. A micropropagation protocol for Cinnamomum camphora. In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant 34, 141–146.
  • Ibrahim R., Debergh P.C., 2000. Improvement of adventitious bud formation and plantlet regen-eration from in vitro leaflet explants of roses (Rosa hybrida L). Acta Hort. 520, 271–275.
  • Kim M-S., Klopfenstein N.B., Cregg B.M., 1998. In vitro and ex vitro rooting of micropropagated shoots using three green ash (Fraxinus pennsylvanica) clones. New Forests 16, 43–57.
  • Kołodziejska-Degórska I., Zych M., 2006. Bees substitute birds pollination of ornitogamous climber Campsis radicans (L.) Seem. in Poland. Acta Soc. Bot. Pol. 75(1), 79–85.
  • Lu M.-C., 2002. Micropropagation of Morus latifolia Poilet using axillary buds from mature trees. Sci. Hort. 96, 329–341.
  • Lu M-C., 2005. Micropropagation of Vitis thunbergii Sieb. et Zucc., a medicinal herb, through high-frequency shoot tip culture. Sci. Hort. 107, 64–69.
  • Marcinek B., Hetman J., Witek M., 2004. Wpływ regulatorów wzrostu na namnaŻanie in vitrobluszcza pospolitego (Hedera helix L.) odmiany ‘Dark Pittsburgh’ i ‘Kolibri’. Folia Univ. Ag-ric. Stetin. Agricult. 236(94), 119–124.
  • Mereti M., Grigoriadou K., Nanos G.D., 2002. Micropropagation of the strawberry tree, Arbutus unedo L. Sci. Hort. 93, 143–148.
  • Murashige T., Skoog F., 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15, 473–479.
  • Nesterowicz S., Kulpa D., Moder K., Kurek J., 2006. Micropropagation of an old specimen of common lilac (Syringa vulgaris L.) from the dendrological garden at Przelewice. Acta Sci. Pol., Hortorum Cultus 5(1), 27–35.
  • Nobre J., Santos C., Romano A., 2000. Micropropagation of the Mediterranean species Viburnum tinus. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 60, 75–78.
  • Palacios N., Christou P., Leech M.J., 2002. Regeneration of Lonicera tatarica plants via adventi-tious organogenesis from cultured stem explants. Plant Cell Rep. 20, 808–813.
  • Parzymies M., Dąbski M., 2012. The effect of cytokinin types and their concentration on in vitromultiplication of Clematis viticella (L.) and Clematis integrifolia ‘Petit Faucon’. Acta Sci. Pol., Hortorum Cultus 11(1), 81–91.
  • Pati P.K., Rath S.P., Sharma M., Sood A., Ahuja P.S., 2006. In vitro propagation of rose – a review. Biotech. Adv. 24, 94–114.
  • Pawłowska B., 2005. Wpływ cytokinin na rozwój pąków kątowych róży pnącej ‘New Dawn’ w kulturach in vitro. Zesz. Probl. Post. Nauk Rol. 504, 499–505.
  • Podwyższa M., Puławska J., Piotrowska-Seget Z., Kaźmierak B., 2003. Otrzymywanie czystych kultur in vitro hortensji ogrodowej. Folia Hort. Suppl. 1, 215–217.
  • Polish Nurserymen Association (Związek Szkółkarzy Polskich). http://www.zszp.pl.
  • Preece J.E., Ledbetter D.I., 2003. The influence of thidiazuron on in vitro shoot proliferation of oakleaf hydrangea (Hydranga quercifolia Bartr.). Acta Hort. 625, 233–236.
  • Rai R., Misra K.K., 2005. Micropropagation of karonda (Carissa carandas) through shoot multi-plication. Sci. Hort. 103, 227–232.
  • Sahoo Y., Chand P.K., 1998. Micropropagation of Vitex negundo L., a woody aromatic medicinal shrub, through high-frequency axillary shoot proliferation. Plant Cell Rep. 18, 301–307.
  • Salwa S. Sakr, Saad S. Melad, M.A. El-Shamy, Asmaa E. Abd Elhavez, 2011. Propagation of Cerbera odollam plant by using tissue culture technique. J. Hort. Sci. Ornament. Plants 3(3), 276–282.
  • Sansberro P., Rey H., Mroginski L., 2003. In vitro plantlet regeneration of Schinopsis balansae(Anacardiaceae). Trees 17, 542–546.
  • Sansberro P., Rey H., Mroginski L., Collavino M., 1999. In vitro plant regeneration of Ilexpara-guariensis (aquifoliaceae). In Vitro Cel. Dev. Biol. Plant. 35(5), 401–402.
  • Santos C.V., Brito G., Pinto G., Fonseca H.M.A.C., 2003. In vitro plantlet regeneration of Olea europaea ssp. maderensis. Sci. Hort. 97, 83–87.
  • Schoene G., Yeager T., 2005. Micropropagation of sweet viburnum(Viburnum odoratissimum). Plant Cell Tiss. Org. Cult. 83, 271–277.
  • Shim K.-K., Ha Y.-M., 1997. New gold leaf cultivar of Forsythia koreana (‘Suwon Gold’) and its mass propagation in vitro. Acta Hort. 107, 64–69.
  • Sujatha M., Makkar H.P.S., Becker K., 2005. Shoot bud proliferation from axillary nodes and leaf sections of non-toxic Jatropha curcas L. Plant Growth Reg. 47, 83–90.
  • USDA, 2004. Trumpet Creeper Campsis radicans (L.) Seem. ex Bureau. Plant Guide.
  • United States Department of Agriculture, National Resources Conservation Service, National Plant Data Center. http://plant-materials.nrcs.usda.gov/intranet/pfs.html.
  • Vengadesan G., Ganapathi A., Amutha S., Selvaraj N., 2002. In vitro propagation of Acacia species – a review. Plant Sci. 163, 663–671.
  • Wei Guo, Jing Li, Qing Li, Chung Xiu D., Hui Jin F., 2007. Study on tissue culture of Campsis radicans. J. Shandong Forest. Sci. Technol. 1, 36–37. (In Chinese with English abstract).
Typ dokumentu
Bibliografia
Identyfikatory
Identyfikator YADDA
bwmeta1.element.agro-912fd96c-1e1c-4567-b503-8af99bbbb9a5
JavaScript jest wyłączony w Twojej przeglądarce internetowej. Włącz go, a następnie odśwież stronę, aby móc w pełni z niej korzystać.