PL EN


Preferencje help
Widoczny [Schowaj] Abstrakt
Liczba wyników
2011 | 26 | 3 |
Tytuł artykułu

Effect of different hormonal treatments on spawning effectiveness and economic profitability in wild nase, Chondrostoma nasus (L.), under controlled conditions

Warianty tytułu
PL
Wpływ różnych preparatów hormonalnych na efektywność rozrodu i ekonomiczną opłacalność ich stosowania u świnki, Chondrostoma nasus (L.), w warunkach kontrolowanych
Języki publikacji
EN
Abstrakty
EN
This study determined the effect of hormonal stimulation of the wild female nase, Chondrostoma nasus (L.), on its basic reproduction indices (percentage of ovulations, latency time, embryo survival) and the economic profitability of its use. Two commercial preparations were used in the experiment: Ovopel and Ovaprim. They were used separately (group 1 and 2 for Ovopel and Ovaprim, respectively) and in combination (group 3), where Ovopel was given in initial and Ovaprim in resolving injection. The study found a high effectiveness of all the hormonal treatments applied (ovulation rate 90–100%, latency time 36 h, embryo survival rate 78.6–81.2%) (P>0.05), which may be evidence of the greater susceptibility of the nase to stimulation with the less active mammalian analogue of GnRH as compared to other species of rheophilic cyprinids. In consequence, the lowest cost of hormonal stimulation (0.59 EUR per 10,000 viable embryos) was achieved with Ovopel. Using the hormonal agents in combination (in group 3) reduced the cost of stimulation by 0.17 EUR as compared to Ovaprim (group 2), where the cost was the highest (1.57 EUR per 10,000 viable embryos). The results presented in this study are providing useful information for fish breeders who manage wild populations of the nase and other species of rheophilic cyprinids.
PL
Celem pracy było określenie wpływu rodzaju stymulacji hormonalnej dzikich samic świnki, Chondrostoma nasus (L.), na podstawowe wskaźniki rozrodowe (odsetek owulacji, czas latencji, przeżywalność embrionów) oraz ekonomiczną opłacalność ich stosowania. Zastosowano dwa komercyjne preparaty: Ovopel (zawierający ssaczy analog gonadoliberyny [GnRH]) i Ovaprim (zawierający łososiowy analog GnRH). Były one stosowane osobno (grupa 1 – Ovopel i grupa 2 – Ovaprim, odpowiednio) oraz w kombinacji (grupa 3), gdzie Ovopel był podany w iniekcji wstępnej, a Ovaprim w wyzwalającej. Uzyskane wyniki wskazują na wysoką efektywność wszystkich zastosowanych wariantów hormonalnych (odsetek owulacji 90–100%, czas latencji – 36 h, przeżywalność embrionów średnio – 78.6–81.2%) (P>0.05). Może to świadczyć o tym, że świnka jest podatniejsza na stymulację mniej aktywnym ssaczym analogiem GnRH w porównaniu z innymi gatunkami karpiowatych ryb reofilnych. Dzięki temu najniższy koszt stymulacji hormonalnej (0.59 EUR na 10000 sztuk żywotnych embrionów) uzyskano po zastosowaniu Ovopelu. Zastosowanie kombinacji środków hormonalnych (w grupie 3) obniżyło koszt stymulacji o 0,17 EUR w porównaniu z Ovaprimem (grupa 2), gdzie koszt stymulacji był najwyższy (1.57 EUR na 10000 sztuk żywotnych embrionów). Wyniki przedstawione w pracy mogą być bardzo przydatne dla hodowców zarządzających dzikimi populacjami świnki oraz innymi gatunkami karpiowatych ryb reofilnych.
Wydawca
-
Rocznik
Tom
26
Numer
3
Opis fizyczny
p.259-269,fig.,ref.
Twórcy
autor
  • Department of Lake and River Fisheries, University of Warmia and Mazury in Olsztyn, Oczapowskiego 5, 10-957 Olsztyn, Poland
autor
autor
autor
Bibliografia
  • BRZUSKA E., BIENIARZ K. 1977. Metoda przeżyciowego określania dojrzałości płciowej samic karpia w związku z iniekcjami homogenatu przysadki mózgowej karpia. IRŚ Publisher, Olsztyn, Poland, 105: 28.
  • COWX I.G. 1994. Stocking strategies. Fish. Manage. Ecol., 1: 15–30.
  • HAKUĆ-BŁAŻOWSKA A., KUPREN K., TURKOWSKI K., TARGOŃSKA K., JAMRÓZ M., KREJSZEFF S., KWIATKOWSKI M., ŻARSKI D., KUCHARCZYK D. 2009. Comparison of economic effectiveness of applying different hormonal agents in asp Aspius aspius (L.) and ide Leuciscus idus (L.). Pol. J. Nat. Sc., 24: 224–234.
  • HAKUĆ-BŁAZOWSKA A., KUPREN K., TURKOWSKI K., TARGOŃSKA K., ŻARSKI D., KUCHARCZYK D. 2010. A comparison of the economic effectiveness of various spawning agents for stimulating the reproduction of the cultured and wild forms of the common barbel Barbus barbus (L.). Pol. J. Nat. Sc., 25: 272–286.
  • HARADA Y., YOKOTA M., IIZUKA M. 1998. Genetic risk of domestication in artificial fish stocking and its possible reduction. Res Popul. Ecol., 40: 311–324.
  • HORVATH L., SZABO T., BURKE J. 1997. Hatchery testing of GnRH analogue-containing pellets on ovulation in four cyprinid species. Pol. Arch. Hydrobiol., 44: 221–226.
  • KAMLER E., KECKEIS H., BAUER-NEMESCHKAL E. 1998. Temperature-induced changes of survival, development and yolk partitioning in Chondrostoma nasus. J. Fish Biol., 53: 658–682.
  • KECKEIS H., WINKLER G., FLORE L., RECKENDORFER W., SCHIEMER F. 1997. Spatial and seasonal characteristics of 0+ fish nursery habitats of nase, Chondrostoma nasus, in the River Danube, Austria. Folia Zool., 46 (Suppl. 1): 133–150.
  • KREJSZEFF S., KUCHARCZYK D., KUPREN K., TARGOŃSKA K., MAMCARZ A., KUJAWA R., KACZKOWSKI Z., RATAJSKI S. 2008. Reproduction of chub, Leuciscus cephalus L., under controlled conditions. Aquacult. Res., 39: 907–912.
  • KREJSZEFF S., TARGOŃSKA K., ŻARSKI D., KUCHARCZYK D. 2009. Domestication affects spawning of the ide (Leuciscus idus) – preliminary study. Aquaculture, 295: 145–147.
  • KREJSZEFF S., TARGOŃSKA K., ŻARSKI D., KUCHARCZYK D. 2010a. Comparison of artificial reproduction of two different spawn-forms of the chub. Reprod. Biol., 10: 67–74.
  • KREJSZEFF S., ŻARSKI D., KUCHARCZYK D., KUPREN K., TARGOŃSKA K., MAMCARZ A. 2010b. An experimental device for eggs incubation and Fish larvae rearing under laboratory conditions. Pol. J. Nat. Sc., 25: 190–199.
  • KUCHARCZYK D. 2002. Rozród kontrolowany i androgeneza wybranych gatunków ryb karpiowatych. Rozprawy i monografie, 63, Wyd. UWM, Olsztyn, 81p. KUCHARCZYK D., TARGOŃSKA K., ŻARSKI D., KUJAWA R., MAMCARZ A. 2008. A review of the reproduction biotechnology for fish from the genus Leuciscus. Arch. Pol. Fish., 16: 319–340.
  • KUJAWA R., KUCHARCZYK D., MAMCARZ A. 1999. A model system for keeping spawners of wild and domestic fish before artificial spawning. Aquacult. Eng., 20: 85–89.
  • KUJAWA R., KUCHARCZYK D., MAMCARZ A., JAMRÓZ M., KWIATKOWSKI M., TARGOŃSKA K., ŻARSKI D. 2010. Impact of supplementing natural feed with dry diets on the growth and survival of larval asp, Aspius aspius (L.), and nase, Chondrostoma nasus (L.). Arch. Pol. Fish., 18: 13–23.
  • KUJAWA R., KUCHARCZYK D., MAMCARZ A., ŻARSKI D., TARGOŃSKA K. 2011. Artificial spawning of common tench Tinca tinca (Linnaeus, 1758), obtained from wild and domestic stocks. Aquacult. Int., 19: 513–521.
  • KUPREN K., TURKOWSKI K., KUCHARCZYK D., KREJSZFF S., ŻARSKI D., HAKUĆ-BŁAŻOWSKA A., TARGOŃSKA K., KWIATKOWSKI M., JAMRÓZ M., CZARKOWSKI T. 2008. Economic aspects of rearing larval asp, Aspius aspius (L.), and ide, Leuciscus idus (L.), in closed recirculating systems. Arch. Pol. Fish., 16: 413–420.
  • KWIATKOWSKI M., ŻARSKI D., KUCHARCZYK D., KUPREN K., JAMRÓZ M., TARGOŃSKA K., KREJSZEFF S., HAKUĆ-BŁAŻOWSKA A., KUJAWA R., MAMCARZ A. 2008. Influence of feeding natural and formulated diets on chosen rheophilic cyprinid larvae. Arch. Pol. Fish., 16: 383–396.
  • LUSK S., HALACKA K. 1995. Angler’s catches as an indicator of population size of the nase, Chondrostoma nasus. Folia Zool., 44: 45–46.
  • MANN R.H.K. 1996. Environmental requirements of European non-salmonid fish in rivers. Hydrobiologia, 323: 223–235.
  • PENAZ M. 1996. Chondrostoma nasus – its reproduction strategy and possible reasons for a widely observed population decline – a review. [In:] Conservation of Endangered Freshwater Fish in Europe. Eds. A. Kirchhofer, D. Hefti, Birkhauser Verlag, Basel, Switzerland, 279–285.
  • PENCZAK T., KRUK A. 2000. Threatened obligatory riverine fishes in human modified Polish rivers. Ecol. Freshw. Fish, 9: 109–117.
  • PENCZAK T., KRUK A,. KOSZALIŃSKI H. 1998. Stan zagrożenia ryb reofilnych na przykładzie wybranych rzek. [In:] Karpiowate ryby reofilne. Eds. H. Jakucewicz, R.Wojda,Wyd. PZW,Warszawa, pp. 7–15.
  • PETER R.E., LIN H.R., VAN DER KRAAK G., LITTLE M. 1993. Releasing hormones, dopamine antagonists and induced spawning. [In:] Recent Advances in Aquaculture. Eds. J.P. Muir, R.J. Roberts, vol IV. Institute of Aquaculture, Blackwell Scientific Publications, Oxford, 25–30.
  • PHILIPPART J.C. 1995. Is captive breeding an effective solution for the preservation of endemic species? Biol. Conserv., 72: 281–295.
  • PODHOREC P., KOURIL J. 2009. Induction of final oocyte maturation in Cyprinidae fish by hypothalamic factors: a review. Vet. Med., 54: 97–110.
  • PONCIN P., PHILIPPART J.C. 2002. The role of aquaculture in fish conservation: a case study of Barbus barbus in Belgium. [In:] Conservation of freshwater fishes. Eds. M. Collares-Pereira, I.G. Cowx, M.M. Coelho, Fishing News Books, Blackwell Science, 402–413.
  • SCHIEMER F., KECKEIS H., KAMLER E. 2003. The early life history stages of riverine fish: ecophysiological and environmental bottlenecks. Comp. Biochem. Physiol., Part A, 133: 439–449.
  • SPURNY P., FIALA J., MARES J. 2004. Intensive rearing of the nase Chondrostoma nasus (L.) larvae using dry starter feeds and natural diet under controlled conditions. Czech J. Anim. Sci., 49: 444–449.
  • SZABO T., MEDGYASSZAY C., HORVA´TH L. 2002. Ovulation induction in nase (Chondrostoma nasus, Cyprinidae) using pituitary extract or GnRH analogue combined with domperidone. Aquaculture, 203: 389–395.
  • TARGOŃSKA K., KUCHARCZYK D. 2011. The application of hCG, CPH and Ovopel in Successful artificial reproduction of goldfish (Carassius auratus auratus) under controlled conditions. Reprod. Dom. Anim. (in press).
  • TARGOŃSKA K., ŻARSKI D., KUCHARCZYK D. 2008. A review of the artificial reproduction of asp, Aspius aspius (L.) and nase, Chondrostoma nasus (L.). Arch. Pol. Fish., 16: 341–354.
  • TARGOŃSKA K., KUCHARCZYK D., KUJAWA R., MAMCARZ A., ŻARSKI D. 2010. Controlled reproduction of asp, Aspius aspius (L.) using luteinizing hormone releasing hormone (LHRH) analogues with dopamine inhibitors. Aquaculture, 306: 407–410.
  • TURKOWSKI K., KUCHARCZYK D., KUPREN K., HAKUĆ-BŁAŻOWSKA A., TARGOŃSKA K., ŻARSKI D., KWIATKOWSKI M. 2008. Economic aspects of the experimental rearing of asp, Aspius aspius (L.), ide, Leuciscus idus (L.), and dace, Leuciscus leuciscus (L.), under controlled conditions. Arch. Pol. Fish., 16: 397–411.
  • WOLNICKI J., MYSZKOWSKI L. 1999. Comparison of survival, growth and stress resistance in juvenile nase Chondrostoma nasus (L.) fed commercial starters. Europ. Aquacult. Soc. Spec. Publ., 27: 256–257.
  • YARON Z. 1995. Endocrine control of gametogenesis and spawning induction in the carp. Aquaculture, 129: 49–73.
  • YARON Z., BOGOMOLNAYA A., DRORI S., BITON I., AIZEN J., KULIKOVSKY Z., LEVAVI-SIVAN B. 2009. Spawning induction in the carp, past experience and future prospects. Israeli J. Aquacult. – Bamidgeh, 61: 5–26.
  • ZOHAR Y., MYLONAS C.C. 2001. Endocrine manipulations of spawning in cultured fish: from hormones to genes. Aquaculture, 197: 99–136.
  • ŻARSKI D., TARGOŃSKA K., RATAJSKI S., KACZKOWSKI Z., KUCHARCZYK D. 2008. Reproduction of nase, Chondrostoma nasus (L.), under controlled conditions. Arch. Pol. Fish., 16: 355–362.
  • ŻARSKI D., KUCHARCZYK D., TARGOŃSKA K., JAMRÓZ M., KREJSZEFF S., MAMCARZ A. 2009. Application of Ovopel, Ovaprim and their combination in artificial reproduction of two rheophilic cyprinid fishes. Pol. J. Nat. Sc., 24: 235–244.
  • ŻARSKI D., KUCHARCZYK D., SASINOWSKI W., TARGOŃSKA K., MAMCARZ A. 2010. The influence of temperature on successful reproduction of burbot Lota lota L. under the hatchery conditions. Pol. J. Nat. Sc., 25: 93–105.
  • ŻARSKI D., PALIŃSKA K., TARGOŃSKA K., BOKOR Z., KOTRIK L., KREJSZEFF S., KUPREN K., HORVATH A., URBANYI B., KUCHARCZYK D. 2011. Oocyte quality indicators in Eurasian perch, Perca fluviatilis L., during reproduction under controlled conditions. Aquaculture, 313: 84–91.
Typ dokumentu
Bibliografia
Identyfikatory
Identyfikator YADDA
bwmeta1.element.agro-907b1096-503e-46e8-a1a5-d915017afaef
JavaScript jest wyłączony w Twojej przeglądarce internetowej. Włącz go, a następnie odśwież stronę, aby móc w pełni z niej korzystać.