Aktywność bakterii Bacillus subtilis BH w biodegradacji zaolejonej ziemi bielącej

• Autorzy: Krzysko-Lupicka T.

Warianty tytułu

EN

Activity of Bacillus subtilis BH bacteria in biodegradation of spent bleaching earth

• Języki publikacji: PL

Abstrakty

PL

Zaolejona ziemia bieląca (Z) jest odpadem porafinacyjnym przemysłu tłuszczowego o naturalnym kwaśnym pH 3,8-4,2 i zawartości tłuszczu 18-40%. W pracy zbadano aktywność lipolityczną autochtonicznego szczepu Bacillus subtilis BH w biodegradacji substancji tłuszczowych Z w zależności od stymulacji wybranymi dodatkami mineralnymi (jonami wapnia i/lub żelaza). Zastosowanie tego szczepu w warunkach in situ z udziałem aktywatorów enzymów lipolitycznych prowadziło do powstawania różnych związków chemicznych, takich jak: kwasy nasycone, aldehydy i węglowodory, a ich rodzaj i ilość zależały od typu modyfikacji. W obecności szczepionki obserwowano wzrost zawartości węglowodorów w produktach rozkładu substancji tłuszczowej. Natomiast jony wapnia stymulowały jej aktywność w kierunku tworzenia aldehydów ogółem, a jony żelaza - nasyconych kwasów tłuszczowych.

EN

A spent bleaching earth - Z (pH 3.8-4.2, a fat content 18-40%) is a waste of fatty industry, obtaining after rafining process. The lipolytic activity of autochtonie Bacillus subtilis BH species in Z fatty substance biodegradation in dependence of mineral additions (Ca and/or Fe ions) was investigated. It was observed that Bacillus subtilis BH species degraded fatty substance obtaining by its extraction from Z (degrease of mass in time). But, parallely, the conversion of fatty substance took place; the quality and quantitative composition of final extractions were different in comparison to initial one.

Słowa kluczowe

PL

odpady przemyslowe; przemysl tluszczowy; zaolejona ziemia bielaca; biodegradacja; bakterie; Bacillus subtilis; aktywnosc biologiczna; biokonwersja

EN

industrial waste; fat industry; spent bleaching earth; biodegradation; bacteria; Bacillus subtilis; biological activity; bioconversion

• Wydawca: -
• Czasopismo: Zeszyty Problemowe Postępów Nauk Rolniczych
• Rocznik: 2011
• Tom: 567
• Opis fizyczny: s.127-138,rys.,tab.,bibliogr.

Twórcy

autor

Krzysko-Lupicka T.

• Samodzielna Katedra Biotechnologii Molekularnej, Uniwersytet Opolski, ul.Kard.B.Kominka 6a, 45-035 Opole

Bibliografia

• Antczak T., Krystynowicz A., Galas E. 2000. Enzymatyczna hydroliza tłuszczów odpadowych. Biotechnologia 2(49): 120-130.
• Arpigny J.L., Jaeger K-E. 1999. Bacterial lipolytic enzymes: classification and properties. Biochem. J. 343: 177-183.
• Barkay T., Pritchard H. 1990. Adaptation of aquatic microbial communities to pollulant stress. Microbiol. Sci. 5: 165-169.
• Birkey S.M., Liu W., Zhang X., Duggan M.F., Hulett4 F.M. 1998. Pho signal transduction network reveals direct transcriptional regulation of one two-component system by another two-component regulator: Bacillus subtilis Pho P directly regulates production of ResD. Mol. Microbiol. 30: 943-953.
• Chingju W., She U., Freese E. 1972. Effects of fatty acids on growth and envelope proteins of Bacillus subtilis. J. Bacteriol. 111(2): 516-524.
• Cosby W.M., Vollnbroich D., Lee O.H., Zuber P. 1998. Altered srf expression in Bacillus subtilis resulting from changes in culture pH Is dependent on the Spo0K oligopeptide permease and the ComQX system of extracellular control. J Bacteriol. 180(6): 1438-1445.
• Dalmau E., Sanches A., Montesinos J.L.,Valero F., Lafuentte F.J., Casas C. 1998. Study of the drop size frequencies in a microbial growth system with aquenous-organic culture medium: lipase production from Candida rugosa. J. Biotechnol. 59: 183-192.
• Difco Manual 1984. Dehydrated culture media and reagents for microbiology. Difco Laboratories, Detroit, Michigan, 48232 USA, 9 edycja.
• Fabret C., Feher V.A., Hoch J.A. 1999. Two-component signal transduction in Bacillus subtilis: how one organism sees its world. J. Bacteriol. 181(7): 1975-1983.
• Gunstone F.D. 1999. Enzymes as biocatalysts in the modification of natural lipids. J. Sci. Food and Agri. 79(12): 1535-1549.
• Horani H. 1996. Thermotolerant strains of Bacillus licheniformis producing lipase. World J. Microbiol. Biotechnol. 12: 399-401.
• Jaeger K.E., Ransac S., Dijkstra B.W., Colson C., Vanheuvel M., Misset O. 1994. Bacterial lipases. FEMS Microbiol. Rev. 15: 29-63.
• Jaeger K.E., Dijkstra B.W., Reetz M.T. 1999. Bacterial biocatalysts: molecular biology, three-dimensional structures, and biotechnological applications of lipases. Annu. Rev. Microbiol. 53: 315-351.
• Jonson U., Snygg B.G. 1974. Lipase production and activity as function of incubation time, pH and temperature of for lipolytic microorganisms. J. Appl. Bacteriol. 37: 571-581.
• Juda M., Dadas E., Malm A. 2007. Rola dwuskładnikowych systemów regulacyjnych w chorobotwórczości i lekooporności bakterii. Post. Mikrobiol. 46(3): 237-247.
• Kasetsart J. 2003. Lipase- producing microorganisms for use in contaminated fat and oil kitchen wastewater treatment. Nat. Sci. 37: 327-333.
• Kim M.H., Kim H.K., Lee J.K., Park S.Y., On T.K. 2000. Thermostable lipase of Bacillus stearothermophilus: high- level production, purification, and calcium - dependent thermostability. Biosci. Biotechnol. Biochem. 64: 280-286.
• Kojima S., Du D., Sato M., Park E.Y. 2004. Efficient production of fatty acid metyl ester from waste activated bleaching earth using diesel oil as organic solvent. J. Biosci. Bioeng. 98(6): 420-424.
• Krzyśko-Łupicka T. 2009. Dynamika zmian mikrobiologicznych i przemian tłuszczu w zaolejonej ziemi bielącej w zależności od jej modyfikacji. Studia i Monografie, 417. Wyd. Uniwersytetu Opolskiego: 32-33, 39-41.
• Lang S. 2002. Biological amphiphiles (microbial biosurfactans). Curr. Opin. Coll. Inter. Sci. 7: 12-20
• Lee K., Bae H.A., Shin G.S., Lee Y.H. 2006. Puryfication and catalytic properties of novel enantioselective lipase from Acinetobacter sp. ES-1 for hydrolysis of (S)- ketoprofen ethyl ester. Enzyme Microb. Technol. 38: 443-448.
• Lesuiss E., Shanck K., Colon C. 1993. Purification and preliminary characterization of the exracellular lipase of Bacillus subtilis 168, an extremely basic pH-tolerant enzyme. Eur. J. Biochem. 216: 155-160.
• Mahadik N.D., Gokhale D.V., Bastawde K.B., Khire J.M., Puntambekar U.S. 2003. Process for the preparation of acid lipase. US Patent 6534303.
• Moise T., Rudich Y. 2002. Reactive uptake of ozone by aerosol-associated unsaturared fatty acids: kinetics, mechanism, and products. J. Phys. Chem. A 106: 6469-6476.
• Park E.Y., Ming H. 2004. Oxidation of rapeseed oil in waste activated bleaching earth and its effect on riboflavin production in culture of Ashbia gossypii. J. Biosci. Bioeng. 97(1): 59-64.
• Rhiz B., Farres A., Langley E., Massof., Sanchez S. 2001. Purification and characterization of an extracellular lipase from Penicillium candidum. Lipids 36(3): 283-289.
• Riis V., Brandt M., Miethe D., Babel W. 2000. Influence of special surfactans on the microbial degradation of mineral oils. Chemosphere 41: 1001-1006.
• Rosentain R., Gotz F. 2000. Staphylococcal lipases: biochemical and molecular characterization. Biochimic 82(11): 1005-1014.
• Smith J.I., Alford J.A. 1966. Inhibition of microbial lipases by fatty acids. Appl. Microbiol. 14: 694-705.
• Tsai W.T., Chen H.P., Hsien M.F., Lai C.W., Lee M.S. 2003. Thermochemical regeneration of bleaching earth waste with zinc chloride. Resources, Conservation Recycling 39(1): 165-77.
• Tyndall J.D., Sinchaikul S., Fothergill-Gilmore L.A., Taylor P., Walkinshaw M.D. 2002. Crystal structure of thermostable lipase from Bacillus stearothermophilus P1. J. Mol. Biol. 323: 859-869.
• Wakelin N.G., Forster C.F. 1997. An investigation into microbial removal of fats, oil and greases. Bioresource Technol. 59: 37-43.