Application of multi-shoots cultures in micropropagation of willow herb (Chamaenerion angustifolium (L.) Scop.)

• Autorzy: Dreger M. , Wegenke J. , Makowiecka J. , Michalik T. , Wielgus K.

Warianty tytułu

PL

Zastosowanie kultur wieloroślinek w namnażaniu wierzbówki kiprzycy (Chamaenerion angustifolium (L.) Scop.)

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

Introduction: Willow herb (Chamaenerion angustifolium (L.) Scop. syn. Epilobium angustifolium L. from Onagraceae family is a valuable medicinal plant that has been used in the treatment of urogenital disorders including BPH (Benign Prostatic Hypertrophy). The raw material is a rich source of polyphenols as well as steroids, triterpenoids and fatty acids. Due to frequent interspecific hybridization, plants collected in wild display a very diverse and variable content of active compounds. This poses a challenge in obtaining high quality and homogenous raw material. Application of the in vitro cultures and micropropagation techniques may offer a solution for alternative methods of cultivation. Objective: This work presents preliminary results of the first implementation of in vitro cultures of willow herb to obtain material for medicinal purposes. Methods: Sterile seedlings were donors of explants, which were used for induction of multi-shoots culture according to a modified protocol described by Turker and co-workers. Statistical analysis was used for assessment of significance of differences among variables. Results: Six different genotypes (lines) originating from root explants were chosen for clonal propagation. Efficiency of the elaborated method was 16–20 shoots per explant. Finally, over 3000 acclimatized plants were obtained and used for field crops. Conclusions: The use of Ch. angustifolium in vitro cultures can contribute to the introduction of this valuable herb for field crops and increase the availability of the raw material for food and pharmaceutical industries.

PL

Wstęp: Ziele wierzbówki kiprzycy Chamaenerion angustifolium (L.) Scop. syn. Epilobium angustifolium L. (rodzina Onagraceae) stanowi cenny surowiec zielarski w leczeniu schorzeń układu moczowo-płciowego, w tym także łagodnego przerostu prostaty (ang. Benign Prostatic Hypertrophy, BPH). Surowiec zawiera liczne związki fenolowe, jak również steroidy, triterpenoidy i kwasy tłuszczowe. Niezwykle łatwe krzyżowanie się wierzbówki z innymi gatunkami pokrewnymi prowadzi do powstania mieszańców o bardzo zróżnicowanej i zmiennej zawartości związków aktywnych, co nastręcza trudności w uzyskaniu wyrównanego surowca o wysokiej jakości. Alternatywnym rozwiązaniem może być zastosowanie mikropropagacji do otrzymywania i namnażania wyselekcjonowanych genotypów w kulturach in vitro. Cel: Praca przedstawia wstępne wyniki badań, gdzie po raz pierwszy zastosowano kultury in vitro do namnażania wierzbówki kiprzycy w celu pozyskania surowca do produkcji suplementu diety. Metody: Do inicjacji kultur wieloroślinek (multi-shoots) wg zmodyfikowanej metody Turkera (2008) posłużyły eksplantaty pochodzące ze sterylnych siewek. Analizy statystycznej użyto do określenia istotności różnic zmiennych. Wyniki: Do klonalnego namnażania wybrano sześć różnych linii (genotypów) pochodzących z eksplantatów korzeniowych. Wydajność opracowanej metody wynosiła 16–20 pędów na eksplantat. Ostatecznie otrzymano ponad 3000 zaaklimatyzowanych roślin, które posłużyły do założenia upraw polowych. Wnioski: Zastosowanie kultur in vitro wierzbówki kiprzycy może przyczynić się do zwiększenia dostępności tego surowca zielarskiego dla celów zarówno przemysłu spożywczego, jak i farmaceutycznego.

• Wydawca: -
• Czasopismo: Herba Polonica
• Rocznik: 2016
• Tom: 62
• Numer: 3
• Opis fizyczny: p.28-39,fig.,ref.

Twórcy

autor

Dreger M.

• Department of Biotechnology, Institute of Natural Fibres and Medicinal Plants, Wojska Polskiego 71B, 60-630 Poznan, Poland

autor

Wegenke J.

• Vitroflora, Grupa Producentow Sp. z o.o., Trzesacz 25, 86-022 Dobrcz, Poland

autor

Makowiecka J.

• Department of Biotechnology, Institute of Natural Fibres and Medicinal Plants, Wojska Polskiego 71B, 60-630 Poznan, Poland

autor

Michalik T.

• Vitroflora, Grupa Producentow Sp. z o.o., Trzesacz 25, 86-022 Dobrcz, Poland

autor

Wielgus K.

• Department of Biotechnology, Institute of Natural Fibres and Medicinal Plants, Wojska Polskiego 71B, 60-630 Poznan, Poland

Bibliografia

• 1. McColl J. Willowherb (Epilobium angustifolium L.): biology, chemistry, bioactivity and uses. Agro Food Ind Hi Tec 2002; 50:239-247.
• 2. Vogl S, Picker P, Mihaly-Bison J, Fakhrudin N, Atanasov AG, Heiss EH et al. Ethnopharmacological in vitro studies on Austrias’s folk medicine – unexplored lore in vitro anti-inflammatory activities of 71 Austrian traditional herbal drugs. J Ethnopharmacol 2013; 149:750-771. doi: http://dx.doi.org/doi:10.1016/j.jep.2013.06.007
• 3. Granica S, Piwowarski JP, Czerwińska ME, Kiss AK. Phytochemistry, pharmacology and traditional uses of different Epilobium species (Onagraceae): A review. J Ethnopharmacol 2014; 156:316-346. doi: http://dx.doi.org/doi:10.1016/j.jep.2014.08.036
• 4. Hiermann A, Burcar F. Studies of Epilobium angustifolium extracts on growth of accessory sexual organs in rats. J Ethnopharmacol 1997; 55:179-183. doi: http://dx.doi.org/doi:10.1016/S0378-8741(96)01498-5.
• 5. Vitalone A, Bordi F, Baldazzi C, Mazzanti G, Tita B. Antiproliferative effect on a prostatic epithelial cell line (PZ-HPV-7) by Epilobium angustifolium L. IL Farmaco 2001; 56:483-489. doi: http://dx.doi.org/doi:10.1016/S0014-827X(01)01067-9
• 6. Vitalone A, McCroll J, Thome D, Costa LG, Tita B. Characterization of the effect of Epilobium extract on human cell proliferation. Pharmacology 2003; 69:79-87. doi: http://dx.doi.org/doi:10.1159/000072360
• 7. Stolarczyk M, Naruszewicz M, Kiss AK. Extracts from Epilobium sp. herbs induce apoptosis in human hormone-dependent prostate cancer cells by activating the mitochondrial pathway. J Pharm Pharmacol 2013; 65:1044-1054. doi: http://dx.doi.org/doi:10.1111/jphp.12063
• 8. Kiss AK, Bazylko A, Filipek A, Granica S, Jaszewska E, Kiarszys U et al. Oenothein B’s contribution to the anti-inflammatory and antioxidant activity of Epilobium sp. Phytomedicine 2011; 18:55-560. doi: http://dx.doi.org/doi:10.1016/j.phymed.2010.10.016
• 9. Ramstead AG, Schepetkin I, Quinn MT, Jutila MA. Oenothein B, a cyclic dimeric ellagitannin isolated from Epilobium angustifolium, enhances IFNγ production by lymphocytes. Plos One 2012; 7(11)e50546. doi: http://dx.doi.org/doi:10.1371/journal.pone.0050546
• 10. Ramstead AG, Schepetkin I, Todd K, Loeffelholz J, Berardinelli JG, Quinn MT et al. Aging influences the response of T cells to stimulation by the ellagitannin, oenothein B. Int Immunopharmacol 2015; 26(2):367-377. doi: http://dx.doi.org/10.1016/j.intimp.2015.04.008
• 11. Rauha JP, Remes S, Heinonen M, Hopia A, Kähkönen M, Kujala L et al. Antimicrobial efects of Finnish plant extracts containing flavonoids and othter phenolic compounds. Int J Food Microbiol 2000; 56:3-12. doi: http://dx.doi.org/doi:10.1016/S0168-1605(00)00218-X
• 12. Bartfay WJ, Bartfay E, Jhonson JG. Gram-negative and Gram-positive antibacterial properties of the whole plant extract of willow herb (Epilobium angustifolium). Biol Res Nurs 2012; 14:85-89. doi: http://dx.doi.org/doi:10.1177/1099800410393947
• 13. Tita B, Abdel-Haq H, Vitalone A, Mazzanti G, Saso I. Analgestic properties of Epilobium angustifolium, evalueted by the hot plate test and the writhing test. IL Farmaco 2001; 56:31-343. doi: http://dx.doi.org/doi:10.1016/S0014-827X(01)01046-1
• 14. Durcey B, Marston A, Gohring S, Hartmann RW, Hostettmann K. Inhibition of 5 alpha-reductase and aromatase by the ellagitaninns oenothein A and oenothein B from Epilobium species. Planta Med 1997; 63:111-114.
• 15. Kiss A, Kowalski J, Melzig MF. Induction of neutral endopeptidase activity in PC-3 cells by an aqueous extract of Epilobium angustifolium L. and oenothein B. Phytomedicine 2006; 13:284-289. doi: http://dx.doi.org/doi:10.1016/j.phymed.2004.08.002
• 16. Stolarczyk M, Piwowarski JP, Granica S, Stefańska J, Naruszewicz M, Kiss AK. Extracts from Epilobium sp. herbs, their components and gut microbiota metabolites of Epilobium ellagitannins, urolithins, inhibit hormone-dependent prostate cancer cells-(LNCaP) proliferation and PSA secretion. Phytother Res 2013; 27: 1842-1848. doi: http://dx.doi.org/doi:10.1002/ptr.4941
• 17. Murashige T, Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures Physiol Plantarum 1962; 15(3):473-497. doi: http://dx.doi.org/doi:10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x
• 18. Turker AU, Mutlu EC. Yildirm AB. Efficient in vitro regeneration of fireweed, a medicinal plant. Acta Physiol Plant 2008; 30(4):421-426.
• 19. Vălimăreanu S, Deliu C. Polymorphism detection of in vitro cultivated Epilobium (Onagraceae) species using RAPD method. Contributii Botanice Cluj-Napoca 2008; 43:113-120.
• 20. Tămas M, Toiu A, Oniga I, Deliu C. Oltean B, Coldea GH. Quantitative determination of polyphenols and flavonoids from indigenous species of Epilobium of wild origin and in vitro regenerated plantlets. Contributii Botanice Cluj-Napoca 2009; 44:119-123.
• 21. Deliu C, Coste A, Mircea T. Epilobium Sp. (Willow Herb): Micropropagation and Production of Secondary Metabolites, [in]: Biotechnology for Medicinal Plants, (ed.) S. Chandra Springer-Verlag Berlin Heidelberg 2013. doi: http://dx.doi.org/doi:10.1007/978-3-642-29974-2_6
• 22. Gacche RN, Shete AM, Dhole NA, Ghole VS. Reversible inhibition of polyphenol oxidase from apple using L-cysteine. Indian J Chem Technol 2006; 13:459-463.
• 23. Misra P, Toppo, DD, Gupta N, Chakrabarty D, Tuli R. Effect of antioxidants and associate changes in antioxidant enzymes in controlling browning and necrosis of proliferating shoots of elite Jatropha curcas L. Biomass Bioenerg 2010; 34: 1861-1869. doi: http://dx.doi.org/doi:10.1016/j.biombioe.2010.07.027
• 24. Ngomuo M, Mneney E, Ndakidemi P. Control of lethal browning by using ascorbic acid on shoot tip cultures of a local Musa ssp. (Banana) cv. Mzuzu in Tanzania. Afr J Biotechnol 2014; 13(6):1721-1725. doi: http://dx.doi.org/doi:10.5897/AJB2013.13251
• 25. Li Y, Wang X, Chen J, Cai N, Zeng H, Qiao Z et al. A method for micropropagation of Cornus wilsoniana: An important biofuel plant. Ind Crop Prod 2015; 76:49-54. doi: http://dx.doi.org/doi:10.1016/j.indcrop.2015.06.042
• 26. Zentkeler E, Kwaśna H. Pre-treatment of Dryopteris cristata (L.) A Gray rhizome as a method of elimination of contaminants and explant browning micropropagation. Biodiv Res Conserv 2007; 5(8):81-86.
• 27. Suetsuna K, Ukeda H, Ochi H. Isolation and characterization of free radical scavenging activities peptides derived from casein. J Nutr Biochem 2000; 11(3):128-131. doi: http://dx.doi.org/10.1016/S0955-2863(99)00083-2
• 28. Irshad I, Kanekanian A, Peters A, Masud T. Antioxidant activity of bioactive peptides derived from bovine casein hydrolysate fractions. J Food Technol 2015; 52(1):231-239. doi: http://dx.doi.org/doi:10.1007/s13197-012-0920-8

Identyfikatory

DOI

10.1515/hepo-2016-0015