PL EN


Preferencje help
Widoczny [Schowaj] Abstrakt
Liczba wyników
2014 | 13 | 4 |

Tytuł artykułu

In vitro flowering and micropropagation of Lisianthus (Eustoma grandiflorum) in response to plant growth regulators (NAA and BA)

Treść / Zawartość

Warianty tytułu

PL
Kwitnienie i mikropropagacja in vitro lisianthusa (Eustoma grandiflorum) w reakcji na regulatory wzrostu roslin (NAA i BA)

Języki publikacji

EN

Abstrakty

EN
In vitro flowering and micropropagation are useful for plant breeding programs and commercial production of important ornamental plants. In vitro conditions including media components, kind, concentration and ratio of plant growth regulators and culture conditions significantly affect in vitro flowering and micropropagation. There is no any report dealing with the in vitro flowering of Lisianthus (Eustoma grandiflorum). Here, a protocol was developed for flowering and high frequency in vitro micropropagation of E. grandiflorum, an ornamental plant. Micropropagation is an effective tools for propagation of ornamental plants in large scale. The aim of the present study was to evaluate the effect of different concentrations of NAA and BA on micropropagation and flowering of Lisianthus, in vitro. Used culture medium was MS enriched with 0, 0.1, 0.2 and 2 mg L-1 of NAA and BA. In establishment process of explants, the most shoot length (2.07 cm per plant) was obtained on medium supplemented with 0.1 mg L-1 BA (without NAA). Maximum shoot number (5.80 per plant) was produced in medium containing 0.1 mg L-1 BA along with 0.2 mg L-1 NAA. Bud explants in culture media containing 0.2 mg L-1 NAA (without BA) and 0.1 mg L-1 NAA along with 2 mg L-1 BA produced maximum node number (3.20 per plant). The largest number of root (14.53 per plant) and root length (3.87 cm per plant) were produced on 0.2 mg L-1 NAA without BA, also 0.2 mg L-1 BA plus 0.2 mg L-1 NAA and 0.2 mg L-1 BA without NAA. Explants produced flower on medium containing 0.1 mg L-1 BA along with 0.1 mg L-1 NAA without transition of callus formation. Flower was produced from callus in medium containing 0.1 mg L-1 BA along with 2 mg L-1 NAA. Regenerated plants showed 98% survival in greenhouse during acclimatization. Acclimatized plants were morphologically similar to the mother plants.
PL
Kwitnienie i mikropropagacja in vitro są użyteczne w programach hodowli roślin oraz produkcji komercyjnej ważnych roślin ozdobnych. Warunki in vitro, łącznie ze składnikami pożywek, rodzajem, stężeniem oraz proporcją regulatorów wzrostu roślin, a także warunkami hodowli, w sposób istotny wpływają na kwitnienie i mikropropagację in vitro. Nie istnieje żadne badanie dotyczące kwitnienia in vitro lisanthiusa (Eustoma grandiflorum). W niniejszym badaniu opracowano kwitnienie i wysoką częstotliwość mikropropagacji in vitro dla E. grandiflorum, który jest rośliną ozdobną. Mikropropagacja jest skutecznym narzędziem rozmnażania roślin ozdobnych na dużą skalę. Celem niniejszego badania była ocena wpływu różnych stężeĔ NAA i BA na mikropropagację i kwitnienie lisianthiusa in vitro. Używana pożywka hodowlana została wzbogacona za pomocą 0; 0,1; 0,2 i 2 mg L-1 NAA i BA. Przy powstawaniu eksplantów największa długość łodygi (2,07 cm na roślinę) była uzyskana na pożywce uzupełnionej o 0,1 mg L-1 BA (bez NAA). Maksymalna liczba łodyg (5,80 na roślinę) została wytworzona na pożywce zawierającej 0,1 mg L-1 BA wraz z 0,2 mg L-1 NAA. Eksplanty pączków na pożywce hodowlanej zawierającej 0,2 mg L-1 NAA (bez BA) oraz 0,1 mg L-1 NAA wraz z 2 mg L-1 BA wytworzyły maksymalną liczbę węzłów (3,20 na roślinę). Największą liczbę korzeni (14,53 na roślinę) oraz największą długość korzenia (3,87 na roślinę) zaobserwowano na 0,2 mg L-1 NAA bez BA jak również 0,2 mg L-1 BA plus 0,2 mg L-1 NAA oraz 0,2 mg L-1 BA bez NAA. Eksplanty tworzyły kwiat na pożywce zawierającej 0,1 mg L-1 BA wraz z 0,1 mg L-1 NAA bez przeniesienia kalusa. Kwiat był tworzony z kalusa na pożywce zawierającej 0,1 mg L-1 BA wraz z 2 mg L-1 NAA. Zregenerowane rośliny wykazały 98% przeżycie w szklarni podczas aklimatyzacji. Zaaklimatyzowane rośliny były morfologicznie podobne to swych roślin macierzystych.

Wydawca

-

Rocznik

Tom

13

Numer

4

Opis fizyczny

p.145-155,fig.,ref.

Twórcy

autor
  • Department of Horticultural Science, Rasht Branch, Islamic Azad University, Rasht, Iran
autor
  • Department of Horticultural Science, Rasht Branch, Islamic Azad University, Rasht, Iran
  • Agricultural Biotechnology Research Institute of Iran (North Region), Rasht, Guilan, Iran
autor
  • Agricultural Biotechnology Research Institute of Iran (North Region), Rasht, Guilan, Iran
  • Department of Horticultural Science, Rasht Branch, Islamic Azad University, Rasht, Iran

Bibliografia

  • Ahmadi Hesar A., Kaviani B., Tarang A.R., Bohlooli S., 2011. Effect of different concentrations of kinetin on regeneration of ten weeks (Matthiola incana). Plant Omics J., 4(5), 236–238.
  • Chaari-Rkhis A., Maalej M., Ouled Messaoud S., Drira N., 2006. In vitro vegetative growth and flowering of olive tree in response to GA3 treatment. Afr. J. Biotech., 5(22), 2097–2302.
  • Chawla H.S., 2009. Introduction to plant biotechnology. Springer. Dewir Y., Chakrabart D., Ali M., Singh N., Hahn E., Paek K., 2007. Influence of GA3, sucrose and solid medium/bioreactor culture on in vitro flowering of Spathiphyllum and association of glutathione metabolism. Plant Cell, Tiss. Organ Cult., 90, 225–235.
  • Dielen V., Lecouvet V., Dupont S., Kinet J., 2001. In vitro control of floral transition in tomato (Lycopersicon esculentum Mill.), the model for autonomously flowering plants, using the late flowering uniflora mutant. J. Exp. Bot., 52(357), 715–723.
  • Fukai S., Miyata H., Goi M., 1996. Factors affecting adventitious shoot regeneration from leaf explants of prairie gentian (Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinners). Technic. Bull. Fac. AgricKagawa Univ., 48(2), 103–109.
  • Fuller M.P., Fuller F.M., 1995. Plant tissue culture using Brassica seedlings. J. Biol. Edu., 20(1), 53–59.
  • Gautam V.K., Mittal A., Nanda K., Gupta S.C., 1983. In vitro regeneration of plantlets from somatic explants of Matthiola incana. Plant Sci. Lett., 29, 25–32.
  • Ghaffari Esizad S., Kaviani B., Tarang A.R., Bohlooli Zanjani S., 2012. Micropropagation of lisianthus, an ornamental plant. Plant Omics J., 5, 314–319.
  • Gomes F., Simões M., Lopes M.L., Canhoto M., 2010. Effect of plant growth regulators and genotype on the micropropagation of adult trees of Arbutus unedo L. (strawberry tree). New Biotech., 27, 882–892.
  • Hammaudeh H.Y., Suwwan M.A., Abu Quoud H.A., Shibli R.A., 1998. Micropropagation and regeneration of Honeoye strawberry. Dirasat Agric. Sci., 25, 170–178.
  • Han B.H., Yu H.J., Yae B.W., Peak K.Y., 2004. In vitro micropropagation of Lilium ‘Georgia’ by shoot formation as influenced by addition of liquid medium. Sci. Hortic., 103, 39–49.
  • Harbaugh B.K., 2006. Lisianthus, Eustoma grandiflorum. In: flower breeding and genetics, Anderson N.O. (ed.). Springer, Netherlands, 645–663.
  • Hartmann H.J., Kester D.E., Davies F.T., Geneve R.T., 1997. Plant propagation: principle and practices, 6th ed. Prentica-Hill, Englewood Cliffs, NJ.
  • Hashemabadi D., Kaviani B., 2010. In vitro proliferation of an important medicinal plant Aloe-A method for rapid production. Aus. J. Crop Sci., 4(4), 216–222.
  • Huang X., Yang B., Hu C., Yao J., 2009. In vitro induction of inflorescence in Dioscorea zingiberensis. Plant Cell. Tiss. Org. Cult., 99, 209–215.
  • Jain S.M., Ochatt S.J., 2010. Protocols for in vitro propagation of ornamental plants. Springer Protocols, Humana Press.
  • Kalimuthu K., Senthilkumar R., Vijayakumar S., 2007. In vitro micropropagation of orchid, Oncidium sp. (Dancing Dolls). Afr. J. Biotech., 6(10), 1171–1174.
  • Kaviani B., Ahmadi Hesar A., Kharabian Masouleh A., 2011. In vitro propagation of Matthiola incana (Brassicaceae)-an ornamental plant. Plant Omics J., 4(7), 435–440.
  • Kulpa D., Nowak N., 2011. In vitro flowering of Petunia × atkinsiana D. Don. Folia Hortic. 23/2, 125–129.
  • Kunitake H., Nakashima T., Mori K., Tanaka M., Mii M., 1995. Plant regeneration from mesophyll protoplasts of lisianthus (Eustoma grandiflorum) by adding activated charcoal into protoplast culture medium. Plant Cell. Tiss. Org. Cult., 43, 59–65.
  • Lee-Epinosa H.E., Murguia-Gonzalez J., Garcia-Rosas B., Cordova-Contreras A.L., Laguna C., 2008. In vitro clonal propagation of vanilla (Vanilla planifolia Andrews). HortSci. 43, 454–58.
  • Lin Ch.S., Liang C.J., Hsaio H.W., Lin M.J., Chang W.C., 2007. In vitro flowering of green and albino Dendrocalamus latiflorus. New Forests., 34(2), 177–186.
  • Masmoudi-Alloche F., Meziou B., Kriaâ W., Gargouri-Bouzid R., Drira N., 2010. In vitro flowering induction in date palm (Phoenix dactylifera L.). J. Plant Growth Reg., 29(1), 35–43.
  • Ming-xia G., et al., 2008. Study on rapid propagation technology of Eustoma grandiflorum in vitro. J. Anhui Agric. Sci., Abstract, 9.
  • Mousavi E.S., Behbahani M., Hadavi E., Miri S.M., Karimi N., 2012. Plant regeneration in Eustoma grandiflorum axillaries buds (Gentinaceae). Trakia J. Sci., 10(2), 75–78.
  • Murashige T., Skoog F., 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue culture. Physiol. Plant, 15, 473–497.
  • Nhut D.T., Hai N.T., Phan M.X., 2010. A highly efficient protocol for micropropagation of Begonia tuberous. In: Protocols for in vitro propagation of ornamental plants, Jain S.M., Ochatt S.J. (eds). Springer Protocols, Humana Press, 15–20.
  • Ordogh M.‚ Jambor-Benczur E., Tilly-Mandy A., 2006. Micropropagation of ‘Echo’ cultivars of Eustoma grandiflorum (ISHS). Acta Horticult.: V International Symposium on In Vitro Culture and Horticultural Breeding, 725, 457–460.
  • Paek K.Y., Hahn E.J., 2000. Cytokinins, auxins and activated charcoal affect organogenesis and anatomical characteristics of shoot-tip cultures of lisianthus (Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinn). In Vitro Cell Dev. Biol-Plant, 36, 128–132.
  • Pati P.K., Rath S.P., Sharma M., Sood A., Ahuja P., 2005. In vitro propagation of rose – a review. Biotech. Adv., 24, 94–114.
  • Semeniuk P., Griesbach R.J., 1987. In vitro propagation of prairie gentian. Plant Cell Tiss. Org. Cult., 8, 249–253.
  • Taylor N.J., Van Staden J., 2006. Towards an understanding of in vitro flowering. In: Floriculture, ornamental and plant biotechnology: advances and topical issues, Da Silva J.A.T. (ed.). Global Sci. Book, London, 2, 1–22.
  • Tee C.S., Maziah M., Tan S.C., 2008. Induction of in vitro flowering in the orchid Dendrobium Sonia 17. Biol. Plant., 52(4), 723–726.
  • Van Staden J., Zazimalova E., George E.F., 2008. Chapter 6: Plant growth regulators, II: Introduction; cytokinins, their analogues and inhibitors. In: Plant propagation by tissue culture, 3rd edition. Vol. 1., George E.F., Hall M.A., De Klerk G.J. (eds). Springer, Dordrecht, The Netherlands, 205–226.
  • Wang G.Y., Yuan M.F., Hong Y., 2002. In vitro flower induction in roses. In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant. 38, 513–518.
  • Xilin H., 1992. Effect of different cultivars and hormonal conditions on strawberry anther culture in vitro. J. Nanjing Agric. Univ., 15, 21–28.
  • Xue-hua J., Wei Y., You-lin L., Xiang-ying K., Xiu-chun P., 2009. Aseptic seeding and establishment of plantlet regeneration system in Eustoma grandiflorum. J. Anhui Agric. Sci. Abstract, 5.
  • Zhang Z., Leung D., 2002. Factors influencing the growth of micropropagated shoots and in vitro flowering of gentian. Plant Growth Reg., 36, 245–250.

Typ dokumentu

Bibliografia

Identyfikatory

Identyfikator YADDA

bwmeta1.element.agro-34981d88-f14a-4bfd-9c65-3902768654b6
JavaScript jest wyłączony w Twojej przeglądarce internetowej. Włącz go, a następnie odśwież stronę, aby móc w pełni z niej korzystać.