In vitro propagation of bastard balm (Melittis melissophyllum L.)

• Autorzy: Baczek K. , Szymborska-Sandhu I. , Pawelczak A. , Weglarz Z.

Warianty tytułu

PL

Rozmnażanie miodownika melisowatego (Melittis melissophyllum L.) w kulturach in vitro

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

An efficient method for in vitro propagation of bastard balm by enhanced axillary shoot branching has been developed. The material to establish in vitro culture was shoot tips collected from three-year-old plants in May. The shoots obtained from initial explants were placed on MS/B5 medium containing 0.1, 0.5 or 1.0 mg/l BA with 0.01 mg/l NAA or without the auxin. The highest number of shoots per explant was obtained on the medium with 1.0 mg/l BA (3.9 shoots per explant). For the rooting of shoots ½ MS/B5 with IBA (0.25, 0.50 and 1.0 mg/l) medium was used. The medium without plant growth regulators served as a control. The best root regeneration was observed on the medium without IBA (87.1% of cuttings rooted). IBA used in the medium for shoot rooting affected the morphological traits of obtained microcuttings but not affected their weight. Irrespective of auxin concentration in this medium, obtained microcuttings acclimated in ex vitro conditions very well.

PL

Opracowano metodę szybkiego rozmnażania miodownika melisowatego w kulturach in vitro na drodze stymulacji tworzenia pędów bocznych. Materiałem do inicjacji kultury in vitro były wierzchołki pędów pobierane z roślin 3-letnich w maju i odkażane 0,2% roztworem sublimatu. Otrzymane z eksplantatów inicjalnych pędy wykładano na pożywkę MS/B5 zawierającą 0,1; 0,5 lub 1,0 mg/l BA z dodatkiem 0,01 mg/l NAA lub bez dodatku auksyny. Najwięcej pędów bocznych otrzymano na pożywce zawierającej 1,0 mg/l BA (3,9 pędów na eksplantat). Do ukorzeniania pędów zastosowano pożywkę ½ MS/B5 z dodatkiem IBA (0,25; 0,50 i 1,0 mg/l). Kontrolę stanowiła pożywka bez regulatorów wzrostu. Najwięcej ukorzenionych mikrosadzonek obserwowano na pożywce bez dodatku IBA (87,1%). IBA zastosowane w pożywce do ukorzeniania pędów wpłynęło na cechy morfologiczne uzyskanych mikrosadzonek, ale nie wpłynęło na ich masę. Niezależnie od stężenia IBA w tej pożywce mikrosadzonki dobrze adaptowały się do warunków ex vitro.

• Wydawca: -
• Czasopismo: Herba Polonica
• Rocznik: 2015
• Tom: 61
• Numer: 3
• Opis fizyczny: p.67-76,fig.,ref.

Twórcy

autor

Baczek K.

• Laboratory of New Herbal Products, Department of Vegetable and Medicinal Plants, Warsaw University of Life Sciences - SGGW, Nowoursynowska 166, 02-787 Warsaw, Poland

autor

Szymborska-Sandhu I.

• Laboratory of New Herbal Products, Department of Vegetable and Medicinal Plants, Warsaw University of Life Sciences - SGGW, Nowoursynowska 166, 02-787 Warsaw, Poland

autor

Pawelczak A.

• Laboratory of New Herbal Products, Department of Vegetable and Medicinal Plants, Warsaw University of Life Sciences - SGGW, Nowoursynowska 166, 02-787 Warsaw, Poland

autor

Weglarz Z.

• Laboratory of New Herbal Products, Department of Vegetable and Medicinal Plants, Warsaw University of Life Sciences - SGGW, Nowoursynowska 166, 02-787 Warsaw, Poland

Bibliografia

• 1. Rozporządzenie Ministra Środowiska z dnia 9 października 2014 r. w sprawie ochrony gatunkowej roślin (Dz. U. z 2014 r., poz. 1409).
• 2. Witkowska-Żuk L. Atlas roślinności lasów. Multico Oficyna Wydawnicza, Warszawa 2008.
• 3. Maggi F, Conti F, Cristalli G, Giuliani C, Papa F, Sagratini G et al. Chemical differences in volatiles between Melittis melissophyllum L., subsp. melissophyllum and subsp. albida (Guss) P.W. Ball (Lamiaceae) determined by solid-phase microextraction (SPME) coupled GC/FID and GC/MS. Chem Biodivers 2011; 8:325-342.
• 4. Maggi F, Barboni L, Caprioli G, Papa F, Ricciutelli M, Sagratini G et al. HPLC quantification of coumarin in bastard balm (Melittis melissophyllum L., Lamiaceae). Fitoterapia 2011; 82:1215-1221.
• 5. Maggi F, Papa F, Cristalli G, Sagratini G, Vittori S, Giuliani C. Histochemical localization of secretion and composition of the essential oil in Melittis melissophyllum L. subsp. melissophyllum from Central Italy. Flav Fragr J 2010; 25:63-70.
• 6. Skrzypczak-Pietraszek E, Pietraszek J. Seasonal changes of flavonoid content in Melittis melissophyllum L. (Lamiaceae). Chem Biod 2014; 11:562-570.
• 7. Skrzypczak-Pietraszek E, Pietraszek J. Chemical profile and seasonal variation of phenolic acid content in bastard balm (Melittis melissophyllum L., Lamiaceae). J Pharm Biomed Anal 2012; 66:154-161.
• 8. Grujić SM, Stojanović GS, Mitić VD, Stankov-Jovanović V, Dźiamić AM, Alimpić AZ et al. Evaluation of antioxidant activity of Melittis melissophyllum L. extracts. Arch Biol Sci 2014; 66(4):1401-1410.
• 9. Kaurinovic B, Popovic, Vlaisavljevic S, Raseta M. Antioxidant activities of Melittis melissophyllum L. (Lamiaceae). Molecules 2011; 16:3152-3167.
• 10. Skrzypczak E, Skrzypczak L. The tissue culture and chemical analysis of Melittis melissophyllum L. Acta Hortic 1993; 330:263-265.
• 11. Angielczyk M. Obrzędy i tradycje zielarskie regionu nadbużańskiego. Lokalna Grupa Działania – Tygiel Doliny Bugu, Drohiczyn 2010.
• 12. Parfenov V, Blazhevich R, Semerenko L, Shvets I. Distribution and structure of Melittis melissophyllum (Lamiaceae) populations, and its preservation in Belarus. Polish Bot Stud 2006; 22:417-425.
• 13. Brickell C. Encyclopedia of Plants and Flowers. The Royal Horticultural Society. Dorling Kindersley Publishing, London 2010.
• 14. Huxley A, Griffiths M, Levy M. The New RHS Dictionary of Gardening. The Royal Horticultural Society. MacMillan Press, London 1992.
• 15. Datta MM, Majumder A, Jha S. Organogenesis and plant regeneration in Taxus wallichiana (Zucc.). Plant Cell Rep 2006; 25:11-18.
• 16. Elangomathavan R, Prakash S, Kathiravan K, Seshadri S, Ignacimuthu S. High frequency in vitro propagation of Kidney Tea Plant. Plant Cell Tiss Org 2003; 72:83-86.
• 17. Johnson TS, Narayan SB, Narayana DBA. Rapid in vitro propagation of Saussurea lappa, an endangered medicinal plant, through multiple shoot cultures. In Vitro Cell Dev Biol 1997; 33:128-130.
• 18. Skrzypczak-Pietraszek E, Hensel A. Polysaccharides from Melittis melissophyllum L. herb and callus. Pharmazie 2000; 55(10): 768-771.
• 19. Skrzypczak-Pietraszek E, Pietraszek J. Próba zwiększenia akumulacji kwasów fenolowych w kulturach in vitro Melittis melissophyllum L. – opracowanie wyników metodą liczb rozmytych. Zesz Probl Post Nauk Roln 2009; 534:265-272.
• 20. Murashige T, Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue culture. Physiol Plant 1962; 15:473-497.
• 21. Gamborg OL, Miller RA, Ojima K. Nutrient requirements of suspension cultures of soybean cell cultures. Exp Cell Res 1968; 50:151-158.
• 22. Jan T, Khatoon K. In vitro regeneration of Salvia santolinifolia. Pak J Bot 2014; 46(1):325-328.
• 23. Skała E, Wysokińska H. In vitro regeneration of Salvia nemorosa L., from shoot tips and leaf explants. In Vitro Cell Dev Biol - Plant 2004; 40:596-602.
• 24. Pattnaik S, Chand PK. In vitro propagation of the medicinal herbs Ocimum americamun L., syn. O. canum Sims. (hoary basil) and Ocimum santum L. (holy basil). Plant Cell Rep 1996; 15:846-850.
• 25. Ghanti K, Kaviraj CP, Venugopal RB, Jaben FTZ, Rao S. Rapid regeneration of Mentha piperita L., from shoot tip and nodal explants. Indian J Biotechnol 2004; 3:594-598.
• 26. De Klerk GJ. Rooting of microcuttings: theory and practice. In Vitro Cell Dev Biol 2002; 38:415-422.