Sex at second sight. Pitfalls of sexing Water Rails Rallus aquaticus and Spotted Crakes Porzana porzana using morphology and molecular techniques

• Autorzy: Eilers A. , Schmitz Ornes A. , Haase M.

Warianty tytułu

PL

Oznaczanie płci u wodnika i kropiatki na podstawie cech morfologicznych i technik molekularnych

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

Based on plumage traits it is impossible to reliably identify the sex of Water Rail Rallus aquaticus and Spotted Crake Porzana porzana. In order to analyze their sexual size dimorphism we collected morphometric data and, for genetic control, feather pins as DNA source of 71 adult Water Rails and 31 Spotted Crakes during the breeding season 2008-2009. We determined the sex of each individual using PCR based molecular techniques taking into account the length polymorphism of the sex linked CHD1Z allele encountered in Water Rails. The polymorphism of this sex marker may have caused erroneous conclusions in previous studies using different approaches. In the present case, unawareness of the polymorphism would have lead to the misclassification of 50.8% of the individuals, which would result in problems with morphological comparison of the sexes. In general, males of both species were significantly larger than females. However, single measurements partly showed a high overlap of the sexes. Conducting a stepwise discriminant function analysis revealed bill, maximum wing chord and tarsus length as best discriminants for Water Rail. The resultant discriminant function, which allows assigning an individual to one of the sexes with a specific accuracy by its body measurements, correctly classified 98.6%. In Spotted Crakes the analysis included tarsus and wing length into the model and assigned the sex with an accuracy of 100%. The discriminant functions thus represent a simple and cost efficient way to determine the sex of these rallids for field ornithologists.

PL

U wielu gatunków ptaków, u których niemożliwe jest jednoznaczne oznaczenie płci na podstawie cech upierzenia, wykorzystuje się do tego celu różnice w wielkości ciała między samcami i samicami. W pracy określono dymorfizm płciowy w wielkości ciała u dwóch monomorficznych pod względem cech upierzenia gatunków z rodziny chruścieli: wodnika i kropiatki. W tym celu zmierzono podczas dwóch sezonów lęgowych (2008 i 2009) następujące cechy morfometryczne u 71 dorosłych wodników i 31 dorosłych kropiatek: długość dzioba, maksymalna długość skrzydła, długość 8-ej lotki pierwszorzędowej, długość skoku i masa ciała. Płeć ptaków oznaczono na podstawie analizy molekularnej wykorzystującej namnażanie fragmentu genu CHD zlokalizowanego na chromosomach płci. U większości gatunków ptaków stosowane powszechnie zestawy 2 starterów namnażają u samic, które są u ptaków płcią heterogametyczną (ZW), 2 różniące się długością fragmenty genu, a u samców (ZZ) — fragmenty o tej samej długości. Jednak u pewnych gatunków ptaków występuje polimorfizm w długości fragmentu genu CHD z chromosomu Z, co może prowadzić do błędnego oznaczania płci. W związku z tym, w niniejszej pracy wykorzystano zestaw 3 starterów: 1237L, 1272H i GWR2, który w porównaniu z powszechnie stosowanymi zestawami 2 starterów dodatkowo umożliwia namnożenie fragmentu genu CHD specyficznego dla chromosomu W. W przypadku kropiatki stwierdzono typowe dla większości ptaków namnażanie 2 fragmentów genu CHD u samic i 1 fragmentu u samców. Z kolei u wodnika namnażały się 2 fragmenty genu z chromosomu Z, które różniły się od siebie długością 20 par zasad (Tab. 1, Tab. 2). Wykorzystanie u wodnika zestawu tylko 2 starterów (1237L/ 1272H) prowadziłaby do błędnego oznaczenia płci u 50.8% osobników (Tab. 3). Zarówno u wodnika, jak i kropiatki samce były większe od samic. Pomiary wszystkich cech różniły się znacząco między samcami i samicami u obu gatunków za wyjątkiem masy ciała u kropiatki (Tab. 4). Ze względu na bardzo dużą zmienność masy ciała u obu gatunków, nie została ona uwzględniona w analizie funkcji dyskryminacyjnej. U wodnika model dyskryminacji zbudowany w oparciu o krokową analizę funkcji dyskryminacyjnej uwzględniał długość dzioba, skrzydła i skoku i umożliwiał poprawną identyfikację płci u 98.6% osobników (Fig. la). Natomiast u kropiatki model dyskryminacji uwzględniał tylko długość skoku i skrzydła i umożliwiał poprawną identyfikację płci u 100% osobników (Fig lb). Funkcja dyskryminacyjna stanowi więc prostą i tanią metodę oznaczania płci u chruścieli.

• Wydawca: -
• Czasopismo: Acta Ornithologica
• Rocznik: 2012
• Tom: 47
• Numer: 1
• Opis fizyczny: p.1-9,fig.,ref.

Twórcy

autor

Eilers A.

• Vogelwarte Hiddensee, Zoological Institute and Museum, Ernst Moritz Arndt University of Greifswald, Soldmannstraße 23,17489 Greifswald, Germany

autor

Schmitz Ornes A.

• Vogelwarte Hiddensee, Zoological Institute and Museum, Ernst Moritz Arndt University of Greifswald, Soldmannstraße 23,17489 Greifswald, Germany

autor

Haase M.

• Vogelwarte Hiddensee, Zoological Institute and Museum, Ernst Moritz Arndt University of Greifswald, Soldmannstraße 23,17489 Greifswald, Germany

Bibliografia

• Andersson M. B. 1994. Sexual selection. Princeton University Press, New Jersey
• Becker P. 1979. Catching rails by hand. The Ring 98/99: 2-4.
• Becker P. 1990. Kennzeichen und Kleider der europaeischen kleinen Rallen und Sumpfhuehner Rallus und Porzana. Limicola 4: 93-96, 98-144.
• Benedict L., Bowie R. C., Fuchs J., Macmanes M. 2010. When non-coding is non-neutral: the role of CHD1 gene polymorphism in sexing, in phylogenetics and as a correlate of fitness in birds. Ibis 152: 223-225.
• Bennett P. M., Owens I. P. F. 2002. Evolutionary ecology of birds: life histories, mating systems, and extinction. Oxford University Press.
• Bub H. 1995. Vogelfang und Vogelberingung: Allgemeines und Fang mit Siebfallen und Reusen. Westarp-Wiss, Magdeburg.
• Casey A. E., Jones K. L., Sandercock B. K., Wisely S. M. 2009. Heteroduplex molecules cause sexing errors in a standard molecular protocol for avian sexing. Mol. Ecol. Resour. 9: 61-65.
• Clout M. N., Elliott G. P., Robertson B. C. 2002. Effects of supplementary feeding on the offspring sex ratio of kakapo: a dilemma for the conservation of a polygynous parrot. Biol. Consev. 107: 13-18.
• Coulson J. C. 2010. Seasonal and annual body mass changes in breeding and prospecting Black-Legged Kittiwakes Rissa tridactyla: Adaptation or food shortage? Waterbirds 33: 179-187.
• Dawson D. A., Darby S., Hunter F. M., Krupa A. P., Jones I. L., Burke T. 2002. A critique of avian CHD-based molecular sexing protocols illustrated by a Z-chromosome polymophism detected in auklets. Mol. Ecol. Notes 1: 201- 204.
• Delingat J., Dierschke V., Schmaljohann H., Bairlein F. 2009. Diurnal patterns of body mass change during stopover in a migrating songbird, the northern wheatear Oenanthe oenanthe. J. Avian Biol. 40: 625-634.
• Dmitrenok M., Puglisi L., Demongin L., Gilbert G., Polak M., Bretagnolle V. 2006. Geographical variation, sex and age in Great Bittern Botaurus stellaris using coloration and morphometries. Ibis 149: 37-44.
• Ellegren H. 1996. First gene on the avian W chromosome (CHD) provides a tag for universal sexing of non-ratite birds. P. Roy. Soc. Lond. Biol. 263: 1635-1641.
• Ellrich H., Salewski V., Fiedler W. 2010. Morphological sexing of passerines: not valid over larger geographical scales. J. Ornithol. 151: 449-458.
• Fairbairn D. J., Blanckenhorn W. U., Székely T. 2007. Sex, size and gender roles: Evolutionary studies of sexual size dimorphism. Oxford University Press.
• Fridolfsson A., Ellegren H. 1999. A simple and universal method for molecular sexing of non-ratite birds. J. Avian Biol. 30: 116-121.
• Fuertes B., García J., Fernández J., Suárez-Seoane S., Arranz J. J. 2010. Can Iberian Water Rail Rallus aquaticus be sexed reliably using simple morphometries? Ringing & Migration 25: 42-46.
• García C. B., Insausti J. A., Gil J. A., Frutos Á., Alcántara M., González J., Cortés M. R., Bonafonte J. I., Arruga M. V. 2008. Comparison of different procedures of DNA analysis for sex identification in the endangered bearded vulture (Gypaetus barbatus). Eur. J. Wildl. Res. 55: 309-312.
• Griffiths R., Double M. C., Orr K., Dawson R. J. G. 1998. A DNA test to sex most birds. Mol. Ecol. 7: 1071-1075.
• Haffner C. D., Cuthbert F. J., Arnold T. W. 2009. Space use by Great Lakes Piping Plovers during the breeding season. J. Field Ornithol. 80: 270-279.
• Harvey M. G., Bonter D. N., Stenzler L. M., Lovette I. J. 2006. A comparison of plucked feathers versus blood samples as DNA sources for molecular sexing. J. Field Ornithol. 77: 136-140.
• de la Hera I., Díaz J. A., Pérez-Tris J., Tellería J. L. 2009. A comparative study of migratory behaviour and body mass as determinants of moult duration in passerines. J. Avian Biol. 40: 461-465.
• Herring G., Gawlik D. E., Beerens J. M. 2008. Sex determination for the Great Egret and White Ibis. Waterbirds 31: 298-303.
• Jakubas D., Wojczulanis K. 2007. Predicting the sex of Dovekies by discriminant analysis. Waterbirds 30: 92-96.
• Jensen T., Pernasetti F. M., Durrant B. 2003. Conditions for rapid sex determination in 47 avian species by PCR of genomic DNA from blood, shell-membrane blood vessels, and feathers. Zoo Biol. 22: 561-571.
• Kahn N. W., John S. J., Quinn T. W 1998. Chromosome-specific intron size differences in the avian CHD gene provide an efficient method for sex identification in birds. Auk 115: 1074-1078.
• Lee P. L. M., Brain P. F., Forman D. W., Bradbury R. B., Griffiths R. 2002. Sex and death: CHD1Z associated with high mortality in Moorhens. Evolution 56: 2548-2553.
• Lee P. L. M., Griffiths R. 2003. Sexing errors among museum skins of a sexually monomorphic bird, the Moorhen Gallinula chloropus. Ibis 145: 695-698.
• Liordos V., Goutner V. 2008. Sex determination of great cormorants (Phalacrocorax carbo sinensis) using morphometric measurements. Waterbirds 31: 203-210.
• McDonald P. G., Ewen J. G., Wright J. 2010. Brood sex ratio does not affect helper effort in a cooperative bird, despite extreme sex-biased dispersal. Anim. Behav. 79: 243-250.
• Meiri S., Dayan T. 2003. On the validity of Bergmann's rule. J. Biogeogr. 30: 331-351.
• Meyers L. S., Gamst G., Guarino A. J. 2005. Applied multivariate research: Design and interpretation. Sage Publications, Inc.
• Ong A. H., Vellayan S. 2008. An evaluation of CHD-Specific primer sets for sex typing of birds from feathers. Zoo Biol. 27: 62-69.
• Overton C., Casazza M., Takekawa J., Rohmer T. 2009. Sexing California Clapper Rails using morphological measurements. The North American Bird Bander 2: 58-64.
• dos Remedios N., Lee P. L. M., Székely T., Dawson D. A., Küppier C. 2010. Molecular sex-typing in shorebirds: a review of an essential method for research in evolution, ecology and conservation. Wader Study Group Bull. 117: 109-118.
• Robertson B. C., Gemmell N. J. 2006. PCR-based sexing in conservation biology: Wrong answers from an accurate methodology? Conserv. Genet. 7: 267-271.
• Robinson R. A., Kew J. J., Kew A. J. 2010. Survival of suburban blackbirds Turdus merula varies seasonally but not by sex. J. Avian Biol. 41: 83-87.
• Rösner S., Bogatz K., Trapp H., Grünkorn T., Brandl R. 2008. No evidence of skewed secondary sex ratios in nestlings of the Common Raven (Corvus corax). J. Ornithol. 150: 293-297.
• Rowland E., Love O. P., Verspoor J. J., Sheldon L., Williams T. D. 2007. Manipulating rearing conditions reveals developmental sensitivity in the smaller sex of a passerine bird, the European starling Sturnus vulgaris. J. Avian Biol. 38: 612-618.
• Šálek M., Marhoul P. 2008. Spatial movements of grey partridge Perdix perdix: male-biased spring dispersal and effect of habitat quality. J. Ornithol. 149: 329-335.
• Schroeder J., Kentie R., van der Velde M., Hooijmeijer J. C. E. W., Both C., Haddrath O., Baker A. J., Piersma T. 2010. Linking intronic polymorphism on the CHD1-Z gene with fitness correlates in Black-tailed Godwits Limosa l. limosa. Ibis 152: 368-377.
• Schroeder J., Lourenço P. M., Hooijmeijer J. C., Both C., Piersma T. 2009. A possible case of contemporary selection leading to a decrease in sexual plumage dimorphism in a grassland-breeding shorebird. Behav. Ecol. 20: 797-807.
• Schroeder J., Lourenço P. M., van der Velde M., Hooijmeijer J. C., Both C., Piersma T. 2008. Sexual dimorphism in plumage and size in Black-tailed Godwits Limosa limosa limosa. Ardea 96: 25-37.
• Shizuaka D., Lyon B. E. 2008. Improving the reliability of molecular sexing of birds using a W-specific marker. Mol. Ecol. Resour. 8: 1249-1253.
• Sokal R. R., Rohlf F. J. 1995. Biometry: The principles and practice of statistics in biological research. 3rd edition. W. H. Freeman, New York.
• Smith R. J. 1999. Statistics of sexual size dimorphism. J. Hum. Evol. 36: 423-459.
• Svensson L. 1992. Identification guide to European passerines. British Trust for Ornithology, Stockholm.
• Van de Pol M., Oosterbeek K., Rutten A. L., Ens B. J., Tinbergen J. M., Verhulst S. 2009. Biometrie sex discrimination is unreliable when sexual dimorphism varies within and between years: an example in Eurasian Oystercatchers Haematopus ostralegus. Ibis 151: 171-180.
• Wilkin T. A., Sheldon B. C. 2009. Sex differences in the persistence of natal environmental effects on life histories. Curr. Biol. 19: 1998-2002.
• Winkler R., Jenni L. 2007. Alters- und Geschlechtsbestimmung europäischer Singvögel. Verlag Schweizerische Vogelwarte Sempach.