Wpływ akumulacji związków fenolowych na zdolności regeneracyjne kalusa wybranych gatunków roślin

• Autorzy: Skrzypek E. , Szechynska-Hebda M. , Dabrowska G.

Warianty tytułu

EN

The influence of phenolic acumulation on callus regeneration abilities of choosen plant species

• Języki publikacji: PL

Abstrakty

PL

Związki fenolowe są jednym z czynników uniemożliwiającymi regenerację w kulturach in vitro. Produkty ich utleniania, chinony, powodują brunatnienie tkanek, nekrozy, a następnie obumieranie całego kalusa. Ich rola w procesie regeneracji nie została jednoznacznie określona, ponieważ są one znane zarówno jako antyoksydanty jak i inhibitory wzrostu. Celem prowadzonych badań było określenie ilości endogennych związków fenolowych w zależności od zdolności regeneracyjnych kalusa i warunków prowadzenia kultury. W wyniku przeprowadzonych eksperymentów stwierdzono, że endogenny poziom związków fenolowych zależał od rodzaju tkanki, jej zdolności regeneracyjnych i gatunku rośliny. Eksplantaty zawierały kilkakrotnie więcej związków fenolowych niż kalus. Największą ilość związków fenolowych zawierały eksplantaty bobiku, ok. 15-18 mg·g⁻¹ św. m., a najmniej rzepaku, ok. 8 mg·g⁻¹ św. m. Również kalus bobiku zawierał ok. 10-krotnie więcej związków fenolowych w porównaniu z kalusem pszenicy i rzepaku. Eksplantaty niedojrzałych zarodków i kalus regenerujący, zawierały mniejsze ilości związków fenolowych w porównaniu z tkankami, z których regeneracja nie powiodła się. W kalusie zdolnym do regeneracji, w początkowym etapie organogenezy, kiedy obserwowano powstawanie centrów merystematycznych odnotowano znaczący wzrost zawartości związków fenolowych. Natomiast kalus ze zregenerowanymi pędami charakteryzował się ich zawartością na poziomie tkanki nieróżnicującej. Ilość endogennych związków fenolowych była również zależna od temperatury stymulującej regenerację. Po okresie wzrostu w 4°C, kalus bobiku i rzepaku zdolny do regeneracji syntetyzował większe ilości związków fenolowych w porównaniu z kalusem rosnącym w 25°C i 30°C. Temperatura nie miała istotnego wpływu na ilość związków fenolowych w kalusie pszenicy.

EN

Phenolics are one of the main factors which inhibit tissue regeneration in tissue culture. Their oxidation products, quinons, cause tissue darkening and necrosis, and next death of the whole callus. Oxidized phenolics compounds can react with enzymes, inhibit their activity and act as growth inhibitors. However, their role in the regeneration process is unambiguous, because they are also known as antioxidants. The aim of the experiment was to determine the amount of endogenous phenolics in relation to the regeneration abilities of callus and culture conditions. The results presented here indicate that the level of endogenous phenolics depends on the type of tissue, its regeneration ability and plant species. Explants contain more phenolics than callus. The highest amounts of phenolics were observed in explants of field bean, ca 15-18 mg·g⁻¹ FW and the lowest in rape explants, ca 8 c mg·g⁻¹ FM. Field bean callus also contained more phenols (ca ten times more) than wheat or rape callus. Phenolic content in callus which is able to shoot regeneration is lower an compared with non-regenerable one. At the beginning of callus differentiation, when the formation of meristematic centers were observed, the amount of phenols increased. Then, the amount of phenolics in the callus with regenerating shoots decreased to the level observed before the differentiation. Phenolic content also depended on temperature used for stimulation of callus regeneration. Regenerable callus of field bean and rape grown at 4°C synthesized more phenolics than the callus grown at 25°C or 30°C. Temperature had no influence on phenolic content in wheat callus.

• Wydawca: -
• Czasopismo: Zeszyty Problemowe Postępów Nauk Rolniczych
• Rocznik: 2007
• Tom: 523
• Opis fizyczny: s.203-211,rys.,tab.,bibliogr.

Twórcy

autor

Skrzypek E.

autor

Szechynska-Hebda M.

autor

Dabrowska G.

Bibliografia

• Beruto M., Cuiri P., Debergh P. 1996. Callus growth and somatic embryogenesis in thalamus tissue of Ranunculus asiaticus L. cultivated in vitro: cytokinin effect and phenol metabolism. In Vitro Cell Dev. Biol. 32: 154 - 160.
• Close D. C., Davies N. W., Beadle Ch. L. 2001. Temporal variation of tannins (galloylg- lucoses), flavonols and anthocyanins in leaves of Eucalyptus nitens seedlings: implications for light attenuation and antioxidant activities. Aust. J. Plant Physiol. 28: 269 - 278.
• Cvikrová M., Binarová P., Eder J., Vágner M., Hrubcová M., Zoń J., Macháčková I. 1999. Effect of inhibition of phenylalanine ammonia-lyase activity on growth of alfalfa cell suspension culture: Alterations in mitotic index, ethylene production, and contents ofphenolics, cytokinins and polyamines. Physiol. Plant. 107(3): 329 - 337.
• Cvikrová M., Hrubcová M., Eder J., Binarová P. 1996. Changes in the levels of endogenous phenolics, aromatic monoamines, phenylalanin ammonia-lyase, peroxidase and auxin oxidase activities during initiation of alfalfa embryogenic and no-nembryogenic calli. Plant Physiol. Biochem. 34(6): 853 - 861.
• Hrubcová M., Cvikrová M., Eder J. 1994. Peroxidase activities and contents of phenolic acids in embryogenic and nonembryogenic alfalfa cell suspension cultures. Biol. Plant. 36: 175 - 182.
• Hutzler P., Fischbach R., Heller W., Jungblut T. P., Reuber S., Schmitz R., Veit M., Weissenbock G., Schnitzler J. P. 1998. Tissue localization of phenolic compounds in plants by confocal laser scanning microscopy. J. Exp. Bot. 49(323): 953 - 965.
• Larronde F., Krisa S., Decendit A., Chaze C., Deffieux G., Merillon J. M. 1998. Regulation of polyphenol production in Vitis Vinifera cell suspension cultures by sugars. Plant Cell Rep. 17: 946 - 950.
• Laukkanen H., Häggman H., Kontunen-Soppela S., Hohtola A. 1999. Tissue browning of in vitro cultures of Scot pine: Role of peroxidase and polyphenol oxidase. Physiol. Plant. 106: 337 - 343.
• Lewis Ch. E., Walker J. R. L., Lancaster J. E., Conner A. J. 1998. Light regulation of anthocyanin, flavonoid and phenolic acid biosynthesis in potato minitubers in vitro. Aust. J. Plant Physiol. 25: 915 - 922.
• Lorenzo J. C., de los Angeles Blanco M., Pelaez O., Gonzalez A., Cid M., Iglesias A., Gonzalez B., Escalona M., Espinosa P., Borroto C. 2001. Sugarcane micropropagation and phenolic excretion. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 65: 1 - 8.
• Lozovaya V. V., Gorshkova T. A., Rumyantseva N., Ulanov A. V., Valieva A. I., Yablo- kova E. V., Mei Ch., Wildholm J. M. 2000. Cell wall-bound phenolics in cells of maize (Zea mays, Gramineae) and buckwheat (Fagopyrum tataricum, Polygonaceae) with different plant regeneration abilities. Plant Sci. 152: 79 - 85.
• Lozovaya V. V., Gorshkova T., Yablokova E., Zabotina O., Ageeva M., Rumyantseva N., Kolesnichenko E., Waranyuwat A., Wildholm J. 1996. Callus wall phenolics and plant regeneration ability. J. Plant Physiol. 148: 711 - 717.
• Murashige T., Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15: 473 - 497.
• Murphy A., Peer W. A., Taiz L. 2000. Regulation of auxin transport by aminopeptidases and endogenous flavonoids. Planta 211: 315 - 324.
• Ruiz J. M., Garcia P. C., Rivero M., Romero L. 1999. Response of phenolic metabolism to the application of carbendazim plus boron in tobaco. Physiol. Plant. 106: 151 - 157.
• Schoenwaelder M. A., Wiencke C. 2000. Phenolic compounds in the embryo development of several northern hemisphere fucoids. Plant Biol. 2: 24 - 33.
• Singleton V. S., Rossi Jr J. A. 1965. Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic phosphotungstic acid reagent. Amer. J. Enol. Viticult. 16: 144 - 158.
• Tanaka N., Shimomura K., Ishimaru K. 1995. Tannin production in callus cultures of Quercus acutissima. Phytochem. 40(4): 1151 - 1154.